De ce sunt plantele verzi?
Complexitate:
Pericol:
Faceți acest experiment acasă
Reactivi
Securitate
- Purtați mănuși și ochelari de protecție înainte de a începe experimentul.
- Rulați experimentul pe o tavă.
- Efectuați experimentul într-o zonă bine ventilată, departe de sursele de aprindere.
Reguli generale de siguranță
- Nu permiteți substanțelor chimice să intre în contact cu ochii sau gura.
- Păstrați oamenii fără ochelari de siguranță și copiii mici și animalele departe de zona de testare.
- Păstrați trusa experimentală la îndemâna copiilor sub 12 ani.
- Spălați sau curățați toate echipamentele și accesoriile după utilizare.
- Asigurați-vă că toate recipientele de reactivi sunt bine închise și depozitate corespunzător după utilizare.
- Asigurați-vă că toate recipientele de unică folosință sunt aruncate corespunzător.
- Utilizați numai echipamente și reactivi furnizați în kit sau recomandați de instrucțiunile actuale.
- Dacă ați folosit un recipient pentru alimente sau o ustensilă pentru experimentare, aruncați-l imediat. Nu mai sunt potrivite pentru depozitarea alimentelor.
Informații de prim ajutor
- Dacă reactivii vin în contact cu ochii, spălați-vă bine ochii cu apă, menținând ochii deschiși, dacă este necesar. Consultați imediat un medic.
- În caz de înghițire, clătiți-vă gura cu apă și beți puțină apă curată. Nu provocați voma. Consultați imediat un medic.
- Dacă reactivii sunt inhalați, treceți la aer curat.
- În caz de contact cu pielea sau arsuri, clătiți zona afectată cu cantități abundente de apă timp de 10 minute sau mai mult.
- Dacă aveți dubii, consultați imediat un medic. Luați substanța chimică și recipientul său cu dvs.
- Consultați întotdeauna un medic în caz de vătămare.
- Utilizarea necorespunzătoare a substanțelor chimice poate provoca răniri și daune sănătății. Efectuați numai experimentele specificate în instrucțiuni.
- Acest set de experiențe este destinat numai copiilor cu vârsta de 12 ani sau peste.
- Abilitățile copiilor variază semnificativ chiar și în cadrul grupei de vârstă. Prin urmare, rămâne la latitudinea părinților care experimentează cu copiii lor să decidă ce experimente sunt potrivite și sigure pentru copiii lor.
- Părinții trebuie să discute regulile de siguranță cu copilul sau copiii înainte de a începe experimentele. O atenție deosebită trebuie acordată manipulării în siguranță a acizilor, a alcalinilor și a lichidelor inflamabile.
- Înainte de a începe experimentele, ștergeți zona de testare a obiectelor care vă pot interfera. Depozitarea alimentelor în apropierea locului de testare trebuie evitată. Locul de testare trebuie să fie bine ventilat și aproape de un robinet sau altă sursă de apă. Este necesar un tabel stabil pentru efectuarea experimentelor.
- Substanțele din ambalajele de unică folosință trebuie utilizate complet sau eliminate după un experiment, adică după deschiderea pachetului.
FAQ
De unde să obțineți soluție de alcool (etanol) 96%?
Alcoolul poate fi cumpărat de la o farmacie sau obținut prin metode de laborator. Pentru a face acest lucru, aveți nevoie de trei lumânări și alcool puternic sau soluție de etanol 40-60%. Restul le găsiți în cutia de chimie a plantelor și în kitul de pornire.
- Introduceți adaptorul metalic în mufa cu o gaură.
- Glisați tubul de silicon peste adaptor.
- Se introduce o pâlnie într-un balon și se toarnă 40 ml alcool puternic sau 40-60% soluție de etanol.
- Opriți balonul.
- Se toarnă apă rece într-un pahar (pe jumătate). Așezați eprubeta în pahar.
- Așezați trei lumânări pe arzător și aprindeți-le. Acoperiți arzătorul cu un deflector de flacără.
- Așezați balonul pe difuzorul de flacără. Scufundați capătul liber al eprubetei în eprubetă. Așteptați până când tubul este plin cu două treimi de lichid.
- Stinge lumânările.
- Se toarnă lichidul din eprubetă într-un pahar cu frunze verzi zdrobite și se continuă experimentul conform instrucțiunilor.
Alte experimente
Instrucțiuni pas cu pas
Clorofila este substanța care conferă frunzelor culoarea verde. Este practic insolubil în apă, dar se dizolvă în mulți solvenți organici, cum ar fi alcoolul etilic.
Când se dizolvă suficientă clorofilă în alcool, luați două probe din soluție.
Molecula de clorofilă conține un ion de magneziu Mg 2+ (verde). În prezența acidului, „lasă” cu ușurință molecula. Feofitină formată - un compus cu o culoare mai puțin strălucitoare și saturată.
Locul eliberat de magneziu poate fi ușor luat de ionul de cupru Cu 2+ (maro) din sarea de cupru CuSO 4. Complexul de cupru rezultat al feofitinei are o culoare similară cu clorofila.
Complexul de cupru al feofitinei este mai stabil decât clorofila. Dacă ambele probe sunt lăsate la lumină, clorofila se va păni și diferența dintre substanțe va fi clar vizibilă.
Eliminarea
Aruncați deșeurile solide din experiment împreună cu deșeurile menajere. Scurgeți soluțiile într-o chiuvetă și apoi clătiți bine cu apă.
Ce s-a întâmplat
Pentru ce folosim un solvent?
Alcoolul ajută la extragerea clorofilei din frunzele zdrobite. Molecula de clorofilă are o coadă lungă hidrofobă („temătoare de apă”) care împiedică dizolvarea substanței în apă. Dar în alcool (sau, de exemplu, în acetonă), solubilitatea clorofilei este deja destul de mare.
Pentru a afla mai multe
Clorofila se dizolvă și în grăsimi. Din această cauză, unele uleiuri vegetale, precum canola și măsline, au adesea o nuanță verde distinctă. Pentru decolorarea acestor uleiuri, se efectuează un tratament alcalin. Ca urmare, molecula de clorofilă își pierde coada hidrofobă și, odată cu aceasta, capacitatea de a se dizolva în grăsimi.
Mai bună decât acetonă și alcool, clorofila se dizolvă numai în lichide precum benzina. Dar benzina nu poate extrage pigmentul din frunze la fel de eficient. Faptul este că într-o plantă, moleculele de clorofilă sunt strâns asociate cu moleculele de proteine. Pentru a rupe legătura cu o proteină, solventul trebuie să conțină apă care nu se amestecă cu hidrocarburi (benzină, kerosen, eter de petrol).
De ce soluția verde a devenit palidă după adăugarea acidului citric?
Culoarea soluției a devenit mai puțin saturată, deoarece într-un mediu acid, ioni de hidrogen H + ioni de magneziu Mg 2+ deplasați și clorofilă s-au transformat în feofitină. Comparativ cu substanța originală, feofitina are o culoare mai închisă, dar în același timp mai puțin strălucitoare.
Pentru a afla mai multe
Feofitinizarea este un fenomen foarte frecvent. Acest cuvânt teribil se numește procesul de decolorare a clorofilei datorită pierderii ionilor de magneziu Mg 2+ în prezența acizilor. Este posibil să fi observat că legumele verzi proaspete devin mai întunecate când sunt gătite. Efectul feofitinizării este evident mai ales la murarea castraveților: după adăugarea marinadei, pielea verde strălucitoare a fructului devine maronie.
Ce se întâmplă când se adaugă CuSO 4?
Când adăugăm o soluție de sulfat de cupru CuSO 4, ioni de cupru Cu 2+ apar în eprubetă. Acestea ocupă un loc în molecula de clorofilă, din care magneziul Mg 2+ a fost deplasat anterior. Complexul clorofilă-cupru are o culoare verde strălucitor, astfel încât soluția capătă din nou o culoare verde pronunțată. Chiar și după câteva zile, când clorofila care conține magneziu a fost deja distrusă, culoarea soluției complexului de cupru de clorofilă rămâne saturată.
Pentru a afla mai multe
Produsul interacțiunii soluției de feofitină cu ionii de cupru Cu 2+ are o denumire severă - „complex de clorofilă de cupru”. Această substanță este înregistrată sub codul E141 ca colorant alimentar permis. O astfel de substanță poate fi utilizată numai în doze strict limitate, deoarece cuprul conținut de acesta este un metal greu periculos pentru sănătate în cantități mai mari de 5 mg pe zi. Administrația SUA pentru Alimente și Medicamente (FDA) permite utilizarea E141 în alimente numai pentru colorarea amestecurilor uscate în băuturile pe bază de citrice. În acest caz, proporția colorantului nu trebuie să depășească 0,2% din greutatea produsului uscat. În Europa, Rusia și majoritatea țărilor din Asia, Africa și America de Sud, este permisă utilizarea complexului de clorofilă de cupru în producția de cofetărie, conserve de legume, produse cosmetice și medicamente.
Ce alte metale pot înlocui magneziul din clorofilă?
Nu numai cuprul Cu 2+ poate readuce culoarea la soluția acidificată de clorofilă. Sărurile de zinc Zn 2+ și mercurul Hg 2+ formează, de asemenea, compuși de culoare verde cu clorofilă. Cu toate acestea, reacțiile cu acești ioni sunt mult mai lente și necesită condiții speciale, iar culoarea complexelor cu clorofilă nu este la fel de saturată ca și cu cuprul. De asemenea, merită să ne amintim că sărurile de mercur sunt extrem de toxice și nu sunt deloc destinate experimentelor la domiciliu.
De ce soluția de clorofilă a devenit palidă?
În timp, oxidarea fotochimică are loc într-o soluție a complexului de magneziu al clorofilei. Din acest motiv, soluția își pierde culoarea bogată. Complexul de cupru clorofilic este mult mai stabil decât predecesorul său natural. Nu suferă oxidare la fel de repede și, prin urmare, soluția sa își păstrează culoarea mai mult timp.
Ce frunze de plante sunt cele mai bune pentru experiment?
Multe frunze verzi proaspete vor face. Asigurați-vă că planta nu este otrăvitoare înainte de testare. De asemenea, nu utilizați frunze de plante cu suc lăptos (euforbie, păpădie, ficusul preferat al mamei și altele). Pentru a verifica dacă planta are sevă lăptoasă, uitați-vă la tăietura frunzelor: picăturile opace proeminente albe (uneori galbene, bej sau roșiatice) indică faptul că este mai bine să nu luați un astfel de material pentru experiment. Cu frunze cărnoase suculente (sedum, Kalanchoe, Tradescantia și altele), soluția va deveni palidă, deoarece există prea puțină clorofilă în pulpa de frunze a acestor plante.
Lucrări de laborator nr. 7.
Studierea proprietăților pigmenților fotosintetici
Scopul lucrării: familiarizarea cu metodele de extracție a pigmenților și proprietățile lor chimice.
Sarcina 1. Proprietățile chimice și optice ale pigmenților din foi
În procesul de fotosinteză a plantelor superioare, sunt implicate două grupuri de pigmenți: verde - clorofile Ași b; galben - caroten și xantofile. Vom face cunoștință cu metoda de separare a pigmenților, separarea conform metodei Kraus, cu principalele proprietăți chimice și optice ale pigmenților. Lucrarea constă din etape separate, care sunt efectuate în secvența de mai jos.
1. Obținerea unei soluții alcoolice de pigmenți
În acest scop pot fi utilizate atât frunze uscate, cât și materiale vegetale proaspete. Când lucrați cu frunze uscate, se recomandă umezirea lor înainte de extragerea pigmenților. Când lucrați cu materie primă, frunzele de mușcată, mazărea, fasolea sunt convenabile.
Pentru a obține un volum mare de extract, se folosesc frunze de urzică uscate, care sunt plasate într-un balon conic cu o capacitate de 200 ml și opărite cu apă clocotită, apoi apa se scurge. 100 ml de alcool etilic sunt turnate în balon, închise cu un dop cu condensator de reflux și plasate într-o baie de apă clocotită timp de 5 minute pentru a extrage pigmenții. Apoi, conținutul balonului este răcit și soluția este decantată cu grijă printr-o pâlnie cu o hârtie de filtru pliată. Soluția filtrată este utilizată în experimentele ulterioare. Păstrați soluțiile de pigmenți la întuneric la frigider.
Progres : Așezați 1-2 g de frunze de mușcat într-un mortar de porțelan, adăugați puțin nisip de cuarț (pentru măcinarea mai bună a țesuturilor plantelor) și un vârf de cretă (pentru a crea o reacție neutră sau ușor alcalină a mediului). Măcinați frunzele până se omogenizează, la care adăugați 10-15 ml de etanol 96%. După amestecarea temeinică, filtrați omogenizarea într-o eprubetă printr-un filtru de hârtie cu o panglică albă. Pentru a împiedica lichidul să curgă pe perete atunci când se toarnă din mortar, puneți un baston de sticlă pe nasul mortarului, care este uns cu exterior cu vaselină. Mortarul și pistilul pot fi clătite cu câțiva mililitri de etanol, care trebuie turnat pe același filtru. Lucrarea este de natură de calitate; prin urmare, este posibil să nu se realizeze transferul complet al pigmenților în soluție. Dacă primele porțiuni ale filtratului sunt tulburi, acestea trebuie filtrate din nou fără a schimba filtrul. Extractul verde rezultat este potrivit pentru experimentele ulterioare.
2. Separarea pigmenților prin metoda Kraus
Metoda se bazează pe solubilitatea diferită a pigmenților în alcool și benzină, care nu se amestecă la scurgere, formând două straturi: superior - benzină; mai scăzut - alcool. Formula empirică a clorofilei A- С 55 Н 72 О 5 N 4 Mg, clorofilă b- C 55 H 70 O 6 N 4 Mg. Clorofila este un ester al acidului clorofilin dicarboxilic și al doi alcooli - metanol și fitol. Fitolul are un lanț lung de hidrocarburi (C20H39), care determină hidrofobicitatea moleculei de clorofilă. Se dizolvă mai bine într-un solvent hidrofob - benzină. Carotenul, fiind o hidrocarbură (C 40 H 56), are și proprietăți hidrofobe și are o afinitate mare pentru benzină. Xantofilele sunt alcooli (С40Н56О2) și, prin urmare, se dizolvă mai bine în etanol decât în benzină.
Progres : Se toarnă 2-3 ml de extract de alcool de pigmenți într-o eprubetă și se adaugă 3-4 ml de benzină Kalosh (se poate folosi eter de petrol în loc de benzină). Agitați tubul și lăsați conținutul să se așeze. Se produce exfolierea emulsiei. Benzina este colectată de sus cu clorofile care au trecut în ea, care colorează acest strat verde. Carotenul se găsește și în benzină, dar culoarea sa galbenă este mascată de clorofilă. Stratul inferior de alcool conține pigment de xantofilă, de culoare galbenă.
Dacă separarea pigmenților nu este suficient de clară, adăugați 1-2 picături de apă în eprubetă și agitați-o din nou cu putere. Excesul de apă trebuie evitat deoarece poate apărea tulburarea soluției.
Înregistrați rezultatul muncii sub forma unei imagini.
În concluzie, ar trebui să se dea o explicație a solubilității diferite a pigmenților în alcool și benzină.
3. Saponificarea clorofilei cu alcalii
Esterii sunt capabili să reacționeze cu alcalii (reacție de saponificare), în timp ce molecula lor este împărțită în acid și alcool. Dintre pigmenții frunzelor, doar clorofila este saponificată, din molecula căreia, sub influența alcalinului, se separă metanolul și fitolul:
Sarea de sodiu a acidului clorofilic formată în timpul saponificării își păstrează culoarea verde, dar capătă proprietăți hidrofile și, prin urmare, o afinitate mai mare pentru alcool. Pigmenții galbeni nu își schimbă natura chimică atunci când sunt expuși la alcali.
Progres : se adaugă 1-2 picături de soluție de NaOH 20% într-o eprubetă cu 2-3 ml de extract de pigment. Încălziți eprubeta într-o baie de apă până când soluția fierbe în ea. După răcire, adăugați 2-3 ml de benzină și 2-3 picături de apă în eprubetă (pentru o mai bună separare a amestecului). Se agită apoi conținutul eprubetei puternic și se lasă să se așeze. Ar trebui să existe două straturi în eprubetă: cel inferior (alcool), de culoare verde; blat (benzină) vopsit în galben. Sarea de sodiu a acidului clorofilic și a xantofilelor, a căror culoare este mascată de clorofilă, sunt dizolvate în stratul de alcool. Carotenul este dizolvat în stratul de benzină.
În concluzie, este necesar să se explice distribuția culorii în straturile de alcool și benzină.
4. Obținerea feofitinei și înlocuirea inversă a hidrogenului cu un atom de metal
Clorofila aparține Mg-porfirinelor. Partea principală a moleculei sale este nucleul de porfirină, care constă din patru inele pirol.
Vârfurile lor cu atomi de azot sunt îndreptate spre centrul miezului de porfirină și interacționează cu atomul de magneziu care ocupă poziția centrală. Magneziul din miezul porfirinei nu este reținut ferm și, sub acțiunea atentă a acizilor puternici, poate fi înlocuit cu doi atomi de hidrogen.
Clorofila substituită cu hidrogen se numește feofitină și are o culoare maro:
Hidrogenul feofitină poate fi înlocuit din nou cu un metal, dacă acționăm cu săruri de cupru sau zinc; în acest caz, culoarea verde a pigmentului este restabilită. Prin urmare, culoarea clorofilei depinde de prezența unei legături organometalice în moleculă.
Procesul de feofitinizare este adesea observat în natură și indică o creștere a permeabilității membranelor vii și, prin urmare, daune și moarte celulară.
Progres : Se toarnă 2-3 ml dintr-o soluție alcoolică de pigmenți în două eprubete și se adaugă una sau două picături de acid clorhidric 10%. Culoarea verde a soluției devine maro, pe măsură ce s-a format feofitină. Lăsați un tub pentru control, adăugați un mic cristal de acetat de cupru la al doilea și încălziți soluția într-o baie de apă la fierbere. Culoarea maro a soluției se va schimba în verde, deoarece s-a format derivatul clorofilic al cuprului:
La sfârșitul lucrării, schițați o imagine a separării pigmenților după saponificarea clorofilei.
În cele din urmă, este necesar să se explice schimbarea culorii.
Sarcina 2. Separarea pigmenților fotosintetici prin cromatografie pe hârtie
Separarea pigmenților în această sarcină se bazează pe viteza diferită a avansului lor cu solventul. Acest lucru se datorează adsorbției diferite a pigmenților pe hârtie și parțial solubilității diferite în benzină și greutate moleculară. Formula empirică a clorofilei A- С 55 Н 72 О 5 N 4 Mg, clorofilă b- C 55 H 70 O 6 N 4 Mg. Carotenul (C 40 H 56) are o afinitate mare pentru benzină. Xantofilele (C 40 H 56 O 2) se dizolvă mai bine în etanol decât în benzină.
Progres : Pregătiți un extract de acetonă (sau alcool) din frunzele proaspete ale oricăror plante. Cantitatea cântărită de material vegetal trebuie să fie de 2-3 g, volumul de extract de acetonă - 25 ml (100% acetonă).
Tăiați o bandă de 1,5-2,0 cm lățime și 20 cm lungime din hârtie cromatografică. Ținând banda vertical, coborâți vârful pentru câteva secunde în sertarul pentru pigmenți turnat în sticlă. Cu o scufundare scurtă, capota se ridică pe hârtie cu 1-1,5 cm.
Apoi uscați hârtia într-un curent de aer și scufundați-o din nou în soluția de pigment. Repetați această operațiune de 5-7 ori până când se formează o bandă de culoare verde aprins la marginea superioară. După aceea, coborâți capătul inferior al cromatogramei în acetonă pură pentru câteva secunde, astfel încât toți pigmenții să crească cu 1-1,5 cm. Astfel, pe hârtie se obține o zonă colorată sub forma unei benzi verzi, unde amestecul de pigmenții sunt concentrați, care trebuie separați.
Orez. 1. Vedere a cromatogramei cu pigmenți separați
Așezați o cromatogramă bine uscată (până când dispare mirosul de acetonă) într-o poziție strict verticală într-o cameră, la baza căreia există o cutie Petri cu un solvent (amestec de benzină: benzen - 1: 2), astfel încât solventul nu atinge zona pigmentară. Închideți camera ermetic. După 10-15 minute, solventul va crește cu 10-12 cm. Amestecul de pigmenți se va separa în componente individuale sub formă de dungi dispuse în următoarea ordine: mai întâi de jos - clorofilă b, deasupra acestuia - clorofilă A urmată de xantofilă (Fig. 1). Carotenul se deplasează împreună cu frontul solventului mai repede decât alte componente, iar zona sa de pe hârtie este situată deasupra tuturor celorlalți pigmenți.
Lipiți cromatograma rezultată într-un caiet, înconjurați zonele pigmentare cu un creion și semnați.
Ţintă: familiarizați-vă cu procedura de efectuare a muncii; faceți o concluzie cu privire la proprietățile chimice ale pigmenților din foi.
Informații teoretice. Sistemul de pigmenți cu cloroplast este reprezentat de două tipuri de pigmenți: verde - clorofile Ași bși galben - carotenoizi. Principalul pigment funcțional este clorofila A, servește ca donator direct de energie pentru reacțiile fotosintetice, restul de pigmenți transferă doar energia absorbită către acesta .
Progres:
Obținerea unei soluții alcoolice (extract) de pigmenți. Pigmenții din țesuturile plantelor sunt extrase cu solvenți polari (alcool etilic, acetonă), care distrug legătura clorofilelor și xantofilelor cu lipoproteinele plastice și asigură extracția lor. Frunzele uscate sunt plasate într-un balon conic de 200 ml și opărite cu apă clocotită, apoi apa se scurge. 100 ml de etanol se toarnă în balon, se închide cu un dop de plută cu un condensator de reflux și se pune într-o baie de apă clocotită pentru a extrage pigmenții. După fierbere timp de cinci minute, conținutul balonului este răcit și turnat cu grijă într-un alt balon. Extractul este utilizat în experimentele ulterioare.
Separarea pigmenților conform Kraus. Metoda se bazează pe solubilitatea diferită a pigmenților în alcool și benzină. Acești solvenți nu se amestecă într-un singur vas, ci formează două faze - benzină superioară, alcool inferior, datorită căreia componentele amestecului de pigmenți sunt separați.
Într-o eprubetă se toarnă 2-3 ml de extract de alcool din pigmenți și 3-4 ml de benzină. Conținutul eprubetei este agitat, închizându-l cu un dop sau un lustruit mare și apărat. Pe măsură ce emulsia se stratifică, stratul de benzină devine verde datorită solubilității mai bune a clorofilei din el. Carotenul intră și în benzină, dar culoarea sa este maximizată de clorofilă. Xantofila rămâne în stratul alcoolic de culoare galben auriu.
Dacă pigmenții nu se separă, adăugați trei până la patru picături de apă și agitați din nou. Cu un exces de apă, stratul inferior poate deveni tulbure. În acest caz, adăugați puțin alcool etilic și agitați tubul.
Ei fac o imagine a distribuției pigmenților și trag concluzii.
Saponificarea clorofilei cu alcalii. Prin tratarea clorofilei cu alcalii, este posibil să se producă saponificarea grupărilor eterice, adică divizarea reziduurilor de alcool metilic și fitol:
Sarea rezultată a acidului clorofilic păstrează culoarea verde și proprietățile optice ale clorofilei, dar diferă de aceasta într-o mai mare hidrofilitate.
1 ml dintr-o soluție de NaOH 20% se toarnă într-o eprubetă cu 2-3 ml dintr-o soluție alcoolică de pigmenți și se agită. Eprubeta este plasată într-o baie de apă clocotită. De îndată ce soluția fierbe, tubul este îndepărtat și răcit, apoi se adaugă un volum egal de benzină și câteva picături de apă. Conținutul eprubetei este agitat brusc și pus deoparte. Carotenul și xantofila trec în stratul de benzină, iar sarea de sodiu a acidului clorofilic trece în stratul de alcool. Schițați culoarea straturilor, indicând distribuția pigmenților.
Obținerea feofitinei și înlocuirea inversă a hidrogenului cu un atom de metal. Atomul de magneziu este relativ slab reținut în nucleul de porfirină al clorofilei și, sub acțiunea atentă a acizilor puternici, este ușor înlocuit cu doi protoni cu formarea de feofitină brună:
Dacă feofitina este acționată de sărurile de cupru, zinc sau mercur, atunci în loc de doi protoni, metalul corespunzător intră în nucleu și produsele de reacție devin verzi. Cu toate acestea, culoarea rezultată este oarecum diferită de cea a clorofilei:
În consecință, culoarea clorofilelor se datorează legăturii organometalice din moleculele lor. Introducerea inversă a magneziului în feofitină este foarte dificilă. În două eprubete luați 2-3 ml de extract de alcool din pigmenți și adăugați unul câte unul - două picături de soluție de acid clorhidric 10%. Când este agitată, culoarea verde a clorofilei se transformă într-una brună, caracteristică feofitinei. O eprubetă cu feozitină este lăsată pentru control și câteva cristale de acetat de cupru sunt introduse în a doua și soluția este încălzită într-o baie de apă până la fierbere. Pe măsură ce se încălzește, culoarea maro a soluției se transformă în verde ca urmare a formării unui derivat de cupru asemănător clorofilei.
Schițați culoarea feofitinei și a unui derivat al clorofilei de cupru.
Echipament: Frunze uscate sau crude, alcool etilic, benzină , Soluție de NaOH 20%, soluție de acid clorhidric 10% într-un picurător, acetat de cupru. Flacoane conice de reflux, băi de apă, rafturi pentru eprubete, pipete de 1 ml, conuri conice, creioane colorate.
Literatură: 1, p. 63-66
Întrebări de control:
1 Care este rolul clorofilei în procesul de fotosinteză?
2 Care este rolul carotenoizilor în procesul de fotosinteză?
3 Care este mecanismul de conversie a energiei luminoase în energie chimică?
trăiește prin control. Poziția dungilor întunecate în spectrul experimental determină ce raze sunt absorbite de pigmentul investigat.
Scopul muncii: familiarizarea cu proprietățile optice ale pigmenților
Determinarea spectrului de absorbție a clorofilei ... Setați spectroscopul în raport cu lumina, astfel încât toate regiunile spectrale să aibă aceeași luminozitate. Se toarnă extractul de alcool clorofilic în cuva spectrofotometrică, se plasează în fața fantei spectroscopului și se determină poziția benzilor întunecate care corespund razelor absorbite de clorofilă.
Lățimea dungilor depinde de concentrația pigmentului sau de grosimea stratului soluției sale. Pentru a observa spectrele de absorbție a soluțiilor cu diferite concentrații de clorofilă, diluați extractul cu alcool în proporțiile 1: 1, 1: 3, 1: 5 etc. și investigați proprietățile optice ale soluțiilor rezultate. Dintr-o comparație a spectrelor de absorbție a soluțiilor de diferite concentrații, aflăm că cea mai puternică absorbție are loc în razele roșii (cel mai concentrat extract). La sfârșitul experimentului, trageți o concluzie despre dependența spectrului de absorbție al clorofilei de concentrația sa și explicați faptul stabilit.
Spectru de absorbție a carotenului și xantofilei. Pentru a obține spectrul de absorbție al carotenoizilor cu o pipetă, luați cu atenție o soluție de benzină în care au trecut carotenul și xantofila după saponificarea clorofilei, transferați-o într-o cuvetă și plasați-o în fața fantei spectroscopului. Examinați spectrul de absorbție și comparați-l cu spectrul de absorbție al clorofilei. Schițați ambele spectre.
Fluorescența clorofilei. Fluorescența este emisia de lumină de către o moleculă de clorofilă excitată. Esența sa este următoarea. La temperatura camerei și în întuneric, molecula de clorofilă se află în starea fundamentală, adică energia acesteia corespunde nivelului inferior inferior (Deci).: Absorbția unei cuante de lumină este însoțită de tranziția unuia dintre π-electroni la un nivel de energie mai mare. Ca rezultat, apare o singură stare de excitare electronică a moleculei. O stare singlet este o stare atât de excitată în care tranziția unui electron la un nivel de energie mai mare nu este însoțită de o modificare a semnului de rotire. O linie îi corespunde în spectrele de absorbție. Dacă în acest caz o cantitate de lumină roșie este absorbită, atunci electronul trece la primul nivel singlet (S1) cu o energie de 1,7 eV și o durată de viață de 10–8 –10–9 s. În cazul captării unui cuantum de lumină albastră, electronul se află la al doilea nivel singlet (S2) cu o energie de 2,9 eV, iar durata de viață a acestei stări scade la 10-12 –10–13 s. Cu toate acestea, indiferent de ce fel de electric
starea excitată de tron a moleculei a fost transferată de cuanticul absorbit; în cele din urmă trece la cel mai scăzut subnivel vibrațional al primei stări excitate singlet (S1). Energia acestei stări poate fi utilizată pentru a efectua procese fotochimice, migra de la o moleculă de clorofilă la alta și poate fi irosită sub formă de căldură sau radiație fluorescentă.
Astfel, indiferent de lungimea luminii incitante, clorofila fluorescă numai în partea roșie a spectrului. Scăderea energiei unei cuantice emise de o moleculă excitată în comparație cu energia unei cuantice absorbite se numește schimbarea Stokes. Numai clorofila "a" și clorofila "b" fluorescentă; carotenoizii nu au această capacitate. Într-o frunză vie, principalul pigment fluorescent este clorofila a. În același timp, fluorescența în frunze este mult mai puțin pronunțată decât în soluție, deoarece o parte din energia absorbită este utilizată pentru sensibilizarea reacțiilor fotochimice. Prin urmare, o creștere a intensității fotosintezei, de regulă, implică o slăbire a fluorescenței. Fluorescența nu numai că oferă informații valoroase cu privire la utilizarea energiei în procesele fotochimice, dar este, de asemenea, o caracteristică importantă a interacțiunii moleculelor diferiților pigmenți din lamelele tilacoide ale cloroplastului, migrarea energiei în fotosisteme etc.
Progres. Pentru a determina fluorescența, un extract alcoolic de pigmenți sau o soluție de clorofilă în benzină, obținută prin separarea pigmenților în conformitate cu Kraus, trebuie plasată pe hârtie întunecată lângă
Fig. 10. Luarea în considerare a extractului de alcool clorofilic:
A - în raze reflectate; B - în razele transmise; a - sursă de lumină; b - o eprubetă cu glugă; în ochi; d - raze incidente; d, e
- raze reflectate; raze g trecute prin clorofilă
sursa de lumină și vedere în lumina reflectată (Fig. 10). Extractul de clorofilă va avea culoarea roșu închis.
Fluorescența poate fi observată și într-o frunză vie. Pentru a face acest lucru, luați Elodea canadiană (Elodea canadensis Michx.), Plasați obiectul pe scena microscopului și iluminați-l cu raze albastru-violete, sub influența cărora plastidele verzi încep să strălucească cu lumină roșie.
Materiale și echipamente: 1) extract de alcool din pigmenți de frunze; 2) o soluție de caroten și xantofilă (strat de benzină obținut după saponificarea clorofilei); 3) pipete pentru 1 ml; 4) cuve; 5) spectroscopuri.
3.3. Separarea pigmenților prin cromatografie pe hârtie
Metoda propusă permite separarea parțială a pigmenților plastidici pe hârtie. Separarea completă a pigmenților poate fi obținută cu hârtie cromatografică specială folosind mai mulți solvenți.
În această lucrare, separarea pigmenților se bazează pe avansarea diferită a acestora cu un solvent, care se datorează capacității diferite de adsorbție a pigmenților pe hârtie și parțial solubilității lor diferite în benzină.
Scopul lucrării: efectuarea unei separări complete a amestecului de pigmenți în componente individuale utilizând o cromatogramă bidimensională.
Progresul lucrărilor: 1. Pregătiți un extract de acetonă din frunzele proaspete de plante. Cantitatea cântărită de material vegetal trebuie să fie de 2-3 g, volumul extractului de acetonă al pigmenților - 25 ml (100% acetonă).
2. Tăiați o bandă de 1,5-2,0 cm lățime și 20 cm lungime din hârtie cromatografică. Ținând banda de hârtie vertical, vârful
a ei coborâți câteva secunde într-un sertar pentru pigmenți turnat într-o sticlă sau o cană de porțelan. Cu o scufundare scurtă, capota se ridică pe hârtie 1,0-1,5 cm (linia de start). Hârtia este apoi uscată într-un curent de aer și imersată din nou în soluția de pigment. Această operațiune se efectuează de 5-7 ori.
3. După aceea, coborâți capătul inferior al benzii de hârtie timp de câteva secunde în acetonă pură, astfel încât toți pigmenții să crească cu 1,0-1,5 cm. Astfel, pe hârtia cromatografică se obține o zonă colorată (sub forma unei benzi verzi), unde este concentrat amestecul de pigmenți, care ar trebui să fie împărțit.
4. După ce ați uscat bine o fâșie de hârtie într-un curent de aer (până când dispare mirosul de acetonă), așezați-o într-o poziție strict verticală într-un cilindru, pe fundul căruia se află benzina cu un punct de fierbere de 80-1200 C turnat, astfel încât solventul să nu atingă zona pigmentară. Cilindrul este închis ermetic cu un dop bine montat. După 15 minute, solventul crește cu 10-12 cm. În același timp, amestecul de pigmenți este separat
componente individuale sub forma de
los, care se află în |
|||||
Următorul | comanda: prima |
||||
dedesubtul clorofilei "b", deasupra ei |
|||||
clorofila "a", apoi xantho- |
|||||
mișcări |
|||||
cu partea din față | solvent |
||||
mai rapid decât alte componente și |
|||||
zona sa pe hârtie este |
|||||
Orez. 11. Distribuția pigmenților | alți pigmenți |
||||
(fig. 11). Faceți un desen. |
|||||
pe hârtie |
|||||
Materiale și echipamente: 1) frunze de plante; 2) acetonă; 3) benzină; 4) vaselină; 5) cupe sau cupe de porțelan; 6) mortare de porțelan cu pistil; 7) pâlnii; 8) tije de sticlă; 9) filtre pentru hârtie; 10) benzi de hârtie cromatografică; 11) ochelari sau cilindri înalți; 12) foarfeca.
3.4. Determinarea conținutului de caroten în rădăcinile morcovului
Pentru realizarea acestei lucrări, se folosește o metodă fotometrică. Se bazează pe transformarea analitului în soluție într-un compus absorbant de lumină și măsurarea absorbției de lumină a compusului rezultat.
Dacă un flux de lumină este direcționat către o cuvă cu o soluție colorată, atunci o parte din aceasta va fi absorbită, în timp ce cealaltă va trece prin soluție. De-
absorbția va depinde de numărul de molecule întâlnite pe traseul fluxului de lumină.
Când lucrați, trebuie să alegeți filtrul de lumină care să transmită razele absorbite de soluție: transmisia maximă a filtrului de lumină ar trebui să coincidă cu absorbția maximă a soluției. Filtrele de lumină de pe FEK sunt instalate cu lungimi de undă diferite în regiunea transmisiei maxime. Pentru măsurare, acestea sunt selectate conform principiului culorii suplimentare: atunci când se lucrează cu un compus de culoare galbenă - albastru, cu un compus albastru - roșu etc.
Cuvelele se caracterizează printr-o lungime de lucru (distanța dintre margini, care este indicată pe perete cu fața către lumina transmisă): 5, 10, 20, 30, 50 mm. Când analizați soluții slab colorate, luați cuvete cu o lungime de lucru mai mare, puternic colorate - cu una mai scurtă. Se străduiesc ca citirile să fie obținute pe o scară de densitate optică de cel mult 0,8.
Scopul muncii: determinarea cantității de caroten din rădăcinile morcovului.
Progresul lucrărilor: 1. Tăiați mărunt o porție cântărită de morcovi (1 g) și măcinați într-un mortar cu nisip și 0,3 g de CaO (pentru a elimina apa) până la omogenizare. Adăugați solventul în porțiuni mici la mortar
- acetonă și continuă să freci. Se toarnă extractul rezultat într-un balon volumetric de 25 ml. La sfârșitul extracției, completați balonul cu solvent până la semn. Dacă soluția de caroten este tulbure, aceasta este filtrată.
2. O soluție de azobenzen este utilizată ca etalon (corespunde la 0,00235 g de caroten per 1 ml de soluție).
3. După primirea soluțiilor experimentale și standard, treceți la colorimetria lor. Pentru a face acest lucru, o soluție experimentală este turnată într-o cuvă și o soluție standard este turnată într-o altă cuvă și colorimetrică pe FEC cu un filtru de lumină albastră. Calculul se face conform formulei:
(K D1 | V 100) | |||
unde X este cantitatea de caroten în mg la 100 g de morcovi;
K este cantitatea de caroten pentru standard (0,00235 g); V este volumul soluției în ml (25 ml);
D1 este densitatea optică pentru soluția de caroten; D2 este densitatea optică pentru standard.
4. Determinați nevoia zilnică umană de morcovi, pe baza normei de 5 mg de caroten pe zi.
Materiale și echipamente: 1) legume cu rădăcină de morcov; 2) acetonă; 3) soluție de azobenzen; 4) baloane de 25 ml; 5) mortare de porțelan cu pistil; 6)
filtre; 7) pâlnii; 8) colorimetru fotoelectric cu cuvete; 9) tije de sticlă.
3.5. Determinarea intensității fotosintezei prin metoda balonului de asimilare (conform L.A. Ivanov și N.L. Kossovich)
Metoda se bazează pe determinarea cantității de dioxid de carbon absorbită de frunze în timpul fotosintezei. O lăstare sau o frunză separată este plasată într-un balon de sticlă răsturnat (Fig. 12) și expus la lumină timp de 15-20 de minute. O parte din dioxidul de carbon din balon este consumat în timpul fotosintezei. Apoi, se leagă CO2 care nu este absorbit de frunze, turnând un exces de soluție alcalină în balon. Apoi, alcalinul rămas este titrat cu acid clorhidric sau oxalic. La fel se procedează și cu balonul de control (fără plantă) și se compară rezultatele titrării.
Orez. 12. Dispozitiv L.A. Ivanova și N.L. Kossovich pentru a determina intensitatea fotosintezei: a - balon; b - o tijă cu o foaie; c - plută
Dacă baloanele experimentale și de control au același volum și dacă aceeași cantitate de soluție de Ba (OH) 2 este turnată în ambele baloane, atunci cantitatea de dioxid de carbon absorbită de plantă va fi direct proporțională cu diferența în rezultatele titrării a conținutului acestor baloane. Pentru a stabili ce cantitate de CO2 corespunde 1 ml de acid utilizat pentru titrare, să comparăm reacțiile în care intră alcalinul turnat în balon:
Ва (ОН) 2 + СО2 = ВаСО3 ↓ + Н2 О,
Ba (OH) 2 + 2HCI = BaCI2 + 2H2 O.
1M HCl corespunde la 0,5M CO2, adică 44: 2 = 22 g CO2. La o concentrație de 0,025 N HCI, 1 ml din această soluție conține
0,000025M HCI, care este echivalent cu 22 × 0,000025 = 0,00055 g sau 0,55 mg CO2. Această metodă oferă rezultate suficient de precise numai în
dacă toate operațiunile de deschidere și închidere a baloanelor se efectuează fără a atinge sticla cu mâinile (în caz contrar, aerul, care se extinde la încălzire, va scăpa parțial din baloane).
Scopul muncii: determinarea intensității fotosintezei plantelor Fluxul de lucru: 1. Luați două baloane identice și păstrați-le în
în condiții identice deschideți timp de 10-20 de minute pentru a umple cu aer. Apoi introduceți simultan dopuri cu găuri închise cu dopuri de sticlă (nr. 1) în ele, nepermițând baloanele să se încălzească atingând mâinile.
2. Tăiați o frunză sau o plantă, actualizați tăietura cu un aparat de ras sub apă și puneți-o într-o eprubetă umplută cu apă (luați apă fiartă, astfel încât să nu existe bule de aer) atașată la un băț introdus într-un dop (nr. 2). ).
3. Cu o mișcare rapidă, dar calmă, scoateți dopul nr. 1 din balon și introduceți dopul nr. 2 (împreună cu instalația).
4. Expuneți balonul la lumină și marcați ora de începere a experimentului. În timpul experimentului, monitorizați temperatura din interiorul balonului și, în caz de supraîncălzire, răciți balonul cu apă. Este deosebit de important ca la sfârșitul experimentului temperatura să fie aceeași ca la început, altfel poate intra aerul
v balon sau ieșire. Durata experimentului trebuie să fie de așa natură încât frunzele să aibă timp să absoarbă nu mai mult de 25% din conținut
Xia într-un balon de CO2. La o iluminare bună pentru un balon de 1 L, expunerea nu trebuie să depășească 5 minute, pentru baloane mai mari
- 15-20 minute.
5. La sfârșitul experimentului, scoateți planta din balon și închideți-o rapid cu dopul nr. 1, marcând ora. De asemenea, deschideți balonul de control pentru câteva secunde. Se toarnă 25 ml în baloane prin orificiul din dop
Soluție 0,025N de Ba (OH) 2 și 2-3 picături de fenolftaleină și închideți imediat gaura cu un dop.
Tabelul 8 |
|||||||||
Intensitatea fotosintezei | |||||||||
Consumul de HCl, ml | Intens |
||||||||
infuzat | |||||||||
fotosinteză |
|||||||||
dm2 | Wa (OH) 2, | pentru, mgСО2 / |
|||||||
6. Pentru a crește suprafața de contact a Ba (OH) 2 cu aerul, umeziți cu grijă pereții baloanelor cu această soluție.
se agită periodic timp de 3 minute, după care se efectuează titrarea cu soluție de acid clorhidric 0,025N prin orificiul din plută până când dispare culoarea roz.
7. Determinați aria foii folosind metoda pătratelor. rezultate pentru
scrieți în tabelul 8. | ||||
Intensitatea fotosintezei J f (ml CO2 / g | ora) este calculată de |
|||
(A B) K | ||||
unde A este cantitatea de HCI utilizată pentru titrarea baritei într-un balon de testat, ml;
B - cantitatea de HCI utilizată pentru titrarea baritei în balonul martor, ml;
K - corecție la titrul HCI;
0,55 este numărul de mg CO2 corespunzător 1 ml de 0,025H HC1; S - zona frunzelor, dm2;
t - expunere, min;
60 - factor de conversie de la minute la ore.
Materiale și echipamente: 1) frunze sau lăstari de plante; 2) soluție 0,025N de Ba (OH) 2; 3) soluție de HCI 0,025N; 4) fenolftaleină; 5) baloane conice cu o capacitate de 1 l (2 buc.); 6) hârtie; 7) dopuri de cauciuc (3 buc.); 8) două dopuri cu orificiu închis cu dop de sticlă, o tijă de sticlă sau metal cu o mică eprubetă și un termometru atașat la acesta sunt introduse în al treilea dop; 9) un suport pentru instalarea balonului în poziție inversată; 10) lampă electrică 200-300 W; 11) foarfeca; 12) hârtie; 13) cântare cu greutăți.
Întrebări de control
1. Rolul cosmic al plantelor verzi. Semnificația operelor lui K.A. Timiryazev.
2. Pigmenți ai plantelor fotosintetice. Metode de separare a pigmenților.
3. Proprietățile chimice și optice ale pigmenților.
4. Fizico-chimic proprietățile moleculei de clorofilă. Fluorescența clorofilei.
5. Etapa ușoară a fotosintezei. Fosforilarea fotosintetică.
6. Etapa întunecată a fotosintezei. Ciclul Calvin, ciclul Hatch-Slack, fotosinteza ca tolstyanka.
7. Intensitatea fotosintezei, fotorespirația.
8. Influența factorilor de mediu asupra intensității fotosintezei
4. RESPIRAREA PLANTEI
Istoria dezvoltării doctrinei respirației. Teoria oxidării și reducerii: A.N. Bach, V.I. Palladin, G. Wieland, O. Warburg, S.P. Kostycheva și colab.Clasificarea sistemelor enzimatice de respirație. Structura enzimatică. Acțiunea activatorilor și inhibitorilor. Caracterizarea dehidrogenazelor, oxidoreductazelor, oxidazelor. Mecanisme de acțiune ale catalazei, peroxidazei, citocrom oxidazei și polifenol oxidazei.
Rolul fiziologic al respirației. Specificitatea respirației la plante. Mitocondriile. Structura și funcția lor.
Modalități de oxidare a materiei organice din celulă. Unificarea sub-
striații ale respirației. Mecanismul de activare a substraturilor respiratorii, modalitățile de includere a acestora în procesele de oxidare biologică. Principalele modalități de disimilare a carbohidraților. Calea pentozomonofosfatului de oxidare a glucozei. Calea de oxidare glicolitică (glicoliză), etape principale. Ciclul G. Krebs, secvența reacției. Ciclul glioxilat.
Lanțul de transport al electronilor al mitocondriilor: organizare structurală, componente principale, potențialele lor redox. Complexe purtătoare de electroni. Mecanisme catalitice alternative de oxidare biologică (respirație rezistentă la cianuri). Sisteme oxidative extramitocondriale.
Fosforilarea oxidativă. Energia respiratorie: fosfați și tioesteri. Unitatea proceselor energetice elementare în natura vie. Fosforilarea la nivelul substratului (substrat) și fosforilarea în lanțul respirator (coenzima). Teoriile fosforilării oxidative: chimice, mecanochimic (Teoria lui Boyer), chimiosmotică (teoria lui Mitchell). Principalele prevederi ale teoriei chemiosmotice a conjugării lui Mitchell. Membrana ca bază structurală pentru procesele bioenergetice. Transformarea energiei pe membranele de interfață. Potențialul electrochimic este forța motrice din spatele fosforilării. Reglarea transportului și fosforilării electronilor. Disocierea respirației și fosforilarea. Influența factorilor de mediu asupra acestui proces.
Respirația ca verigă centrală în metabolism. Importanța respirației în metabolismul constructiv al celulei și conexiunea acesteia cu alte funcții ale celulei.
Indicatori cantitativi ai schimbului de gaze (absorbția oxigenului, eliberarea de dioxid de carbon, frecvența respiratorie etc.). L. Efect pasteur.
Reglarea respirației. Ecologia respirației. Dependența respirației de factorii externi și interni.
4.1. Determinarea gazometrică a catalazei
Multe procese redox în țesuturile plantelor implică enzime.
Metoda pentru determinarea activității enzimei se bazează pe capacitatea catalazei de a descompune peroxidul de hidrogen cu eliberarea de oxigen gazos. Deoarece cantitatea de peroxid de hidrogen descompusă depinde de activitatea enzimei, este posibil să se judece activitatea catalazei după cantitatea de oxigen și rata de eliberare a acesteia.
2H2 O2 → 2H2 O + O2.
Scopul lucrării: determinarea activității enzimei catalază în materialul vegetal.
Progresul lucrărilor: 1. Luați un eșantion de frunze sau părți de plante cu o greutate de 4 g, adăugați 0,2 g de cretă (pentru a da o reacție alcalină), un vârf de nisip și măcinați bine într-un mortar cu o cantitate mică de apă distilată. Transferați masa bătută printr-o pâlnie într-un balon volumetric de 100 ml și aduceți
cu apă distilată până la semn. 2. Un balon cu ex-legume
se lasă să stea 15 minute. În acest moment, pregătiți toate părțile dispozitivului catalasimetru (Fig. 13) pentru a determina activitatea catalazei și a verifica etanșeitatea acesteia.
3. După 15 minute, luați 10 ml de extract împreună cu suspensia din balon folosind o pipetă de măsurare și transferați-l într-un compartiment al vasului de reacție (catalază). La un alt departament cu
Orez. 13. Catalasimetru vasele plasează 5 ml de peroxid de hidrogen. Vas de reacție
conectați-vă la restul instrumentului catalasimetru.
)
... Postarea este foarte lungă.
Sper că v-ați aprovizionat cu ingredientele de care aveți nevoie? Astăzi vom extrage clorofila. În diferite cărți și filme despre laboratoarele de magie, există întotdeauna un vas umplut cu un lichid verde strălucitor, deasupra căruia fumează o ceață albăstruie ...
De fapt, aceasta nu este o imagine magică atât de departe de realitate. Dar nu voi trece mai departe de mine.
Obținerea clorofilei și studierea proprietăților acesteia
Ţintă: extragerea clorofilei din plantele verzi pentru a-i studia proprietățile.
Materiale și echipamente:
2-3 frunze de plante de apartament (mușcate, tradescantie, alte plante verzi sunt de asemenea potrivite, dar evitați să luați altele otrăvitoare, de exemplu, alocasia). Frunzele trebuie luate verde închis, cu un conținut ridicat de clorofilă.
15 ml alcool medical (în mod ideal 95%, dar 70% vor face, atunci vom crește ușor volumul alcoolului). Dacă decideți să faceți experimentul 3, atunci este logic să faceți mai mult extract.
Creta este o bucată mică.
Vase din porțelan cu pistil de porțelan, lingură (ideal mortar și pistil de porțelan)
Pâlnie mică pentru strecurare.
Hârtie filtrantă (puteți încerca să o înlocuiți cu o cârpă groasă
)
Eprubete și un pahar mic.
Felinar.
Hârtie neagră (pentru ambalarea eprubetei), lipici, cauciuc sau bandă pentru fixare.
Foarfece, cuțit.
Experiment 1. Extracția clorofilei
Progres:Extracția este eliberarea unei substanțe sub acțiunea unui solvent. Extracția clorofilei se realizează cu alcool, deoarece în el se dizolvă pigmentul verde. Această magie se bazează pe difuziunea obișnuită.
1. Tăiați frunzele cu foarfeca (sau cuțitul), puneți-le într-un mortar de porțelan și frecați cu un pistil. Când masa devine mai mult sau mai puțin moale, adăugați puțin alcool, continuând să măcinați.
PS: ideal, pentru o mai bună măcinare, se adaugă firimituri de sticlă, dar vom face fără ea.
Nu am pistil de porțelan, folosesc în schimb un agitator de porțelan. Foarte ușor de utilizat, așa cum sa dovedit.
2. Adăugați chipsuri de cretă (un mic vârf) la amestec. Acest lucru este necesar pentru a neutraliza aciditatea sevei celulare lăsând vacuolele. Acizii sevei celulare au capacitatea de a distruge clorofila, apoi extractul devine nepotrivit pentru experimente. Și creta corectează situația.
3. Continuând să măcinați mușchiul, adăugați treptat alcoolul rămas. Ar trebui să obțineți o culoare smarald a lichidului.
4. Filtrăm printr-o pâlnie cu un filtru. Va fi foarte bine dacă aveți niște hârtie de filtru reală. Dacă nu este acolo, dar puteți folosi un blotter (păcat că au încetat să le mai adauge în caiete) sau șervețele groase, un strat de vată dintr-un tampon de bumbac. Vata va absorbi mult lichid. Prin urmare, dacă începeți să-l utilizați, atunci ar trebui să faceți mai mult extract. Figura de mai jos arată cum să pliați corect filtrul pentru procesul de ștergere.
Atenţie! Când aplicați filtrul pe pâlnie, nu folosiți apă pentru a face hârtia să se lipească de pâlnie, altfel experimentul nu poate funcționa.
Filtrăm într-un pahar. Va dura ceva timp, aproximativ cinci minute sau mai mult. Pentru a ține cumva copilul ocupat în timp ce așteaptă, te poți juca cu cuvinte care iubesc culoarea verde. Dar acum filtrarea s-a terminat.
Felicitări, ai primit filtratul. Filtratul nostru se numește „extract de clorofilă” sau extractul său alcoolic.
Experiența 2. Care este culoarea extractului de clorofilă?
- Ce întrebare ciudată! - vei fi indignat. Desigur, verde! Dar chiar este așa? Ne vom da seama.Progres:
1. Să aducem extractul obținut pe hârtia neagră opusă ferestrei. La ce te uiti?
Frumos, nu? Se pare că strălucește din interior. De fapt, chiar străluceste! Acesta este fenomenul fluorescenței - adică strălucirea substanțelor atunci când absorb lumina. Deci, extractul de clorofilă este o soluție fluorescentă! În mod surprinzător, se pare că tu și cu mine am dezvăluit secretul umplerii neobișnuite a unei sticle alchimice cu o soluție magică strălucitoare! Nu este un miracol?
2. Și acum să răspundem la întrebarea de ce nu a meritat să udăm filtrul cu apă și de ce în experiment utilizează alcool și nu vodcă. Ce se întâmplă dacă adăugăm puțină apă? Se toarnă puțin din extract într-o eprubetă și se adaugă apă, aproximativ un sfert din volumul de extract. La ce te uiti?
Este necesar să adăugați apă, deoarece soluția devine tulbure și nu mai luminează.
Dacă adăugăm la o cantitate mică de extract de suc de lămâie (sau oțet), atunci soluția va deveni galben-mlaștină, iar dacă am folosi un acid puternic concentrat, atunci ar deveni maro. Acest lucru se datorează faptului că magneziul din centrul moleculei de clorofilă este deplasat din acid de hidrogen și se formează feofitină în locul clorofilei.
Și vom folosi extractul rămas pentru a studia proprietățile fluorescenței. Vreau să vă avertizez că este posibil ca această experiență să nu funcționeze dacă extractul este mic. Volumul necesar pentru experiment nu este mai mic de 10 ml de extract.
Experiment 3. Fluorescența clorofilei
Progres:1. Înfășurați un tub de hârtie neagră în jurul eprubetei, astfel încât lumina să nu pătrundă în capotă din lateral.
3. Adăugați doar puțin, 1 ml din extract în eprubetă. Să notăm culoarea.
4. Adăugați încă 2 ml de extract la soluția din eprubetă. S-a schimbat culoarea?
În curând veți vedea că culoarea din verde smarald devine mai aspră, mai aproape de o notă rece albăstruie.
5. Adăugați încă un pic de hotă. Observați cum se schimbă culoarea soluției din eprubetă pe măsură ce o priviți de sus.
6. Când adăugați suficient extract, nu vă veți crede ochilor! Soluția va deveni roșiatică, aș descrie-o chiar ca negru-roșu .... În fotografie, culoarea este distorsionată.
Pentru a obține cel mai bun efect, experimentați cu distanța până la sursa de lumină. Dacă lampa este prea puternică, atunci lumina va străpunge tubul și efectul nu va fi vizibil.
Explicația experimentului constă în particularitățile absorbției undei luminoase a clorofilei. Cel mai înalt grad de absorbție a luminii de către clorofilă se află în regiunea albastru-violet a spectrului, cu o lungime de undă de 430-460 nm. Al doilea vârf este observat în zona razelor roșii (660-650 nm). Absorbția este foarte slabă în zona spectrului portocaliu, galben și albastru. Și în zona verde, absorbția este cea mai slabă, lumina este reflectată, așa că ni se pare că plantele sunt verzi.
Cu toate acestea, doar razele roșii îndepărtate situate la granița cu regiunea infraroșie nu sunt deloc absorbite. Deci, când concentrația de clorofilă crește într-o eprubetă sau în pădure, lumina este forțată să străpungă coroanele dense cu mai multe niveluri, la un moment dat, începem să distingem aceste raze roșii îndepărtate și să ghicim culoarea groasă a coptului. cireșe. Iată răspunsul la enigma copertinei pădurii roșii!
Experiment 4. Compoziția clorofilei
Pentru această experiență, nu este nevoie să facem nimic, nu mai rămâne decât să fim atenți la filtru. Dacă vă uitați atent la filtru, veți vedea că extractul de clorofilă se răspândește inegal peste el.
Dungile albastru-verzui sunt înlocuite cu galben-verzui până la gălbui. Faptul este că noi, prin observație, am stabilit eterogenitatea pigmentului clorofilic. Toate plantele superioare au două tipuri de clorofilă: clorofila A va fi albastru-verde, iar clorofila B va fi galben-verde, iar dungile galbene reprezintă pigmenți complet diferiți - carotenoizi. Toți acești pigmenți au o capacitate diferită de a se dizolva și de a adsorbi (a se așeza, de a fi absorbiți) de către filtru.
Experiență 5. Poțiune magică
Și acum vom turna puțin extract în vase de porțelan, vom estompa luminile și le vom da foc, respectând toate regulile TB. Desigur, alcoolul va arde, dar cât de impresionant arată în combinație cu un extract verde de clorofilă ...
Dacă ați rămas o soluție fluorescentă de clorofilă, o puteți îmbutelia și depozita ca un artefact magic.
Aceasta este magia biologiei clorofilei verzi. Cu toate acestea, Zâna Zelenkina nu-ți ia rămas bun de la tine.
Va urma....
PS: Informații pentru acei cititori cărora le este greu să obțină alcool pentru experimente. De asemenea, puteți extrage clorofila cu benzină.
