Cum să obțineți clorofilă din plante. Separarea pigmenților prin cromatografie pe hârtie. Separarea pigmenților după Kraus. De ce soluția verde a devenit palid după adăugarea acidului citric

Laboratorul 22

Proprietățile chimice ale pigmenților de foi

Cele mai importante componente ale aparatului fotosintetic al plantelor sunt pigmenții. Pigmentii sunt împărțiți în două clase: compuși tetrapirolici ( clorofilele și ficobilinele) și poliizoprenoid ( carotenoide).

Ficobilinele sunt pigmenți de alge. Plantele superioare au clorofilă „a”, clorofilă „b” și carotenoide. Pigmentul funcțional principal este clorofila „a” , care se găsește în toate organismele fotosintetice (cu excepția bacteriilor). Acesta servește ca donator direct de energie pentru reacțiile fotosintetice. Restul pigmenților transferă doar energia absorbită către clorofila „a” .

DIV_ADBLOCK267 ">

Orez. 17 Formule structurale ale carotenoidelor și succesiunea transformărilor acestora

Mai mult, în carotenii ciclici, inelele cu șase atomi sunt reprezentate de două tipuri: β-iononă și α-iononă.

În organismele fotosintetice, acest grup de pigmenți galbeni este reprezentat de licopen, α-caroten, β-caroten și γ-caroten. La plantele superioare, β-carotenul este principalul caroten.

Xantofilele sunt derivați de caroten care conțin oxigen, inclusiv luteina (C40H56O2), zeaxantina (C40H56O4), violaxantina (C40H56O4), neoxantina (C40H56O4) (Fig. 17). Printre aceste xantofile predomină luteina, care este foarte apropiată ca structură chimică de α-caroten, dar spre deosebire de acesta este un alcool dihidroxilic, adică în fiecare inel ionic, un atom de hidrogen este înlocuit cu o grupare hidroxil.

Funcțiile carotenoidelor: 1) sunt pigmenți suplimentari; 2) protejează moleculele de clorofilă de fotooxidare; 3) joacă un rol în schimbul de oxigen în timpul fotosintezei.

Principiul metodei: pigmenții din țesutul vegetal sunt extrași cu solvenți polari (alcool etilic, acetonă), care distrug legătura clorofilelor și xantofilelor cu lipoproteinele plastidice și asigură extracția lor completă. Solvenții nepolari (eter de petrol, hexan, benzină etc.) nu rupe legătura acestor pigmenți cu proteinele.

Scopul muncii: familiarizați-vă cu proprietățile chimice ale pigmenților de foi.

Progres: 1. Obținerea unei soluții alcoolice de pigmenți. Pentru obținerea extractului de pigmenți se folosește atât material vegetal brut, cât și uscat. Frunzele uscate sunt pretratate cu apă fierbinte pentru a facilita extracția ulterioară a pigmenților.

Se toacă mărunt frunzele de plante proaspete (1 g) cu foarfecele, se pun într-un mojar și se pisează cu o cantitate mică de CaCO3. Se adaugă treptat 2 ... 3 ml de alcool etilic în mojar și se pisează bine proba până se obține o masă omogenă. Apoi adăugați încă 5 ... 8 ml de alcool, amestecați conținutul. Ungeți nasul mortarului de jos cu vaselină și transferați conținutul mortarului într-un filtru de hârtie cu un bețișor de sticlă. Se introduce filtratul rezultat într-o eprubetă. Extractul alcoolic conține o sumă de pigmenți verzi și galbeni.

2.Separarea pigmenților după Kraus bazată pe solubilitatea diferită a pigmenților în alcool și benzină. Acești solvenți nu se amestecă la scurgere, ci formează două faze, benzină superioară și alcool inferior, datorită cărora componentele amestecului de pigmenți sunt separate.

Se toarnă 2 ... 3 ml de extract alcoolic de pigmenți într-o eprubetă și se adaugă 3 ... 4 ml de benzină. Agitați energic conținutul tubului, după ce l-a închis în prealabil cu un dop sau cu degetul mare și lăsați să stea. Pentru o mai bună separare, adăugați 1 ... 2 picături de apă.

Pe măsură ce emulsia se stratifică, stratul superior de benzină va deveni verde datorită solubilității mai bune a clorofilelor din acesta. În plus, carotenul este transformat în benzină, dar culoarea sa este mascată de clorofilă. Xantofila rămâne în stratul inferior de alcool, dându-i o culoare galben-aurie.

Dacă pigmenții nu se separă suficient de clar, adăugați 1 ... 2 picături de apă și agitați din nou. Cu un exces de apă, stratul inferior poate deveni tulbure, apoi ar trebui să adăugați puțin alcool etilic și să agitați conținutul eprubetei.

Schițați distribuția pigmenților în alcool și benzină, trageți concluzii despre solubilitatea lor diferită.

3. Saponificarea clorofilei cu alcalii. Când clorofila este tratată cu alcalii, grupările esterice sunt saponificate, adică reziduurile de alcool metilic și fitol sunt separate (Fig. 18). Se formează sarea de sodiu a acidului clorofilic, care păstrează culoarea verde și proprietățile optice ale clorofilei, dar este mai hidrofilă decât pigmentul nativ.

Orez. 18 Saponificarea clorofilei cu alcalii

Se toarnă 1 ml de soluție de NaOH 20% într-o eprubetă cu 2 ... 3 ml de soluție alcoolică de pigmenți și se agită. După amestecarea extractului cu alcalii, puneți eprubeta într-o baie de apă clocotită, aduceți la fierbere și răciți.

Adăugați un volum egal de benzină și câteva picături de apă la soluția răcită pentru o mai bună separare a amestecului. Apoi se agită conținutul eprubetei și se lasă să se aseze.

Carotenul și xantofila vor trece în stratul de benzină, iar sarea de sodiu a acidului clorofilic va intra în stratul de alcool.

Schițați culoarea straturilor, indicând distribuția pigmenților 3. Obținerea feofitinei și înlocuirea inversă a hidrogenului cu un atom de metal. Atomul de magneziu este slab reținut în nucleul porfirinic al clorofilei și, sub acțiunea atentă a acizilor puternici, este ușor înlocuit cu doi protoni, ceea ce duce la formarea feofitinei brune.

Dacă feofitina este acționată de sărurile de cupru, zinc sau mercur, atunci în loc de doi protoni, metalul corespunzător intră în nucleu și culoarea verde este restabilită. Cu toate acestea, este oarecum diferită de culoarea clorofilei. Prin urmare, culoarea clorofilelor depinde de legătura organometalice din molecula lor.

Se toarnă 2 ... 3 ml de extract alcoolic de pigmenți într-o eprubetă și se adaugă 1 ... 2 picături de soluție de acid clorhidric 10%. În timpul reacției, culoarea verde se schimbă în maro, în timp ce clorofila este transformată în feofitină. Distribuiți conținutul eprubetei în două eprubete.

Se lasă un tub cu feofitină pentru control, iar în al doilea rând câteva cristale de cupru acid acetic și se încălzește soluția într-o baie de apă până la fierbere. După încălzire, culoarea maro a soluției se schimbă în verde ca urmare a formării unui derivat de cupru asemănător clorofilei.

Schițați culoarea feofitinei și a clorofilei de cupru.

https://pandia.ru/text/80/159/images/image005_49.gif "width =" 541 "height =" 135 id = ">

derivat de cupru asemănător clorofilei

Echipamente si materiale: 1) frunze de plante proaspete; 2) alcool etilic; 3) benzină; 4) soluţie de NaOH 20%; 5) acid clorhidric 10% în picurător; 6) acid clorhidric 10%; 7) baie de apă; 8) un suport cu eprubete; 9) pipete sau tuburi volumetrice de 1 ml; 10) pâlnii; 11) hârtie de filtru; 12) un mojar cu pistil; 13) baghete de sticlă; 14) foarfece.

De ce sunt plantele verzi?

Complexitate:

Pericol:

Faceți acest experiment acasă

Reactivi

Securitate

• Purtați mănuși și ochelari de protecție înainte de a începe experimentul.
• Rulați experimentul pe o tavă.
• Efectuați experimentul într-o zonă bine ventilată, departe de sursele de aprindere.

Reguli generale de siguranță

• Nu lăsați substanțele chimice să intre în contact cu ochii sau gura.
• Țineți oamenii fără ochelari de protecție, copiii mici și animalele departe de zona de testare.
• Păstrați trusa experimentală la îndemâna copiilor sub 12 ani.
• Spălați sau curățați toate echipamentele și accesoriile după utilizare.
• Asigurați-vă că toate recipientele de reactivi sunt bine închise și depozitate corespunzător după utilizare.
• Asigurați-vă că toate recipientele de unică folosință sunt aruncate în mod corespunzător.
• Utilizați numai echipamente și reactivi furnizați în kit sau recomandați de instrucțiunile actuale.
• Dacă ați folosit un recipient cu alimente sau ustensile pentru experimentare, aruncați-l imediat. Nu mai sunt potrivite pentru depozitarea alimentelor.

Informații de prim ajutor

• Dacă reactivii vin în contact cu ochii, clătiți-vă bine ochii cu apă, ținându-vă ochii deschiși dacă este necesar. Consultați imediat un medic.
• Dacă este înghițit, clătiți-vă gura cu apă și beți puțină apă curată. Nu provocați voma. Consultați imediat un medic.
• Dacă reactivii sunt inhalați, scoateți la aer curat.
• În caz de contact cu pielea sau arsuri, clătiți zona afectată cu cantități mari de apă timp de 10 minute sau mai mult.
• Dacă aveți îndoieli, consultați imediat un medic. Luați substanța chimică și recipientul acesteia cu dvs.
• Mergeți întotdeauna la un medic în caz de vătămare.

• Utilizarea necorespunzătoare a substanțelor chimice poate provoca vătămări și vătămarea sănătății. Efectuați numai experimentele specificate în instrucțiuni.
• Acest set de experiențe este doar pentru copiii cu vârsta de 12 ani sau mai mult.
• Abilitățile copiilor variază semnificativ chiar și în cadrul grupului de vârstă. Prin urmare, este la latitudinea părinților care experimentează cu copiii lor să decidă care experimente sunt adecvate și sigure pentru copiii lor.
• Părinții ar trebui să discute despre regulile de siguranță cu copilul sau copiii înainte de a începe experimentele. O atenție deosebită trebuie acordată manipulării în siguranță a acizilor, alcalinelor și lichidelor inflamabile.
• Înainte de a începe experimentele, curățați zona de testare de obiectele care vă pot interfera. Trebuie evitată depozitarea alimentelor în apropierea locului de testare. Locul de testare trebuie să fie bine ventilat și aproape de un robinet sau de altă sursă de apă. Este necesară o masă stabilă pentru a efectua experimente.
• Substanțele din ambalaje de unică folosință ar trebui să fie folosite complet sau eliminate după un experiment, de ex. dupa deschiderea pachetului.

FAQ

De unde să obțineți o soluție de alcool (etanol) 96%?

Alcoolul poate fi cumpărat de la o farmacie sau obținut prin metode de laborator. Pentru a face acest lucru, aveți nevoie de trei lumânări și alcool tare sau soluție de etanol 40-60%. Restul pot fi găsite în cutia Plant Chemistry și în trusa de pornire.

1. Introduceți adaptorul metalic în mufa cu un singur orificiu.
2. Glisați tubul de silicon peste adaptor.
3. Introduceți o pâlnie într-un balon și turnați 40 ml de alcool tare sau soluție de etanol 40-60%.
4. Opriți balonul.
5. Turnați apă rece într-un pahar (la jumătatea locului). Puneți eprubeta în pahar.
6. Pune trei lumânări pe arzător și aprinde-le. Acoperiți arzătorul cu un deflector de flacără.
7. Puneți balonul pe difuzorul de flacără. Înmuiați capătul liber al tubului în eprubetă. Așteptați până când tubul este plin pe două treimi cu lichid.
8. Stinge lumânările.
9. Se toarnă lichidul din eprubetă într-un pahar cu frunze verzi zdrobite și se continuă experimentul conform instrucțiunilor.

Alte experimente

Instrucțiuni pas cu pas

Clorofila este substanța care conferă frunzelor culoarea verde. Este practic insolubil în apă, dar se dizolvă în mulți solvenți organici, cum ar fi alcoolul etilic.

Când suficientă clorofilă este dizolvată în alcool, se iau două mostre din soluție.

Molecula de clorofilă conține un ion de magneziu Mg 2+ (verde). În prezența acidului, „părăsește” cu ușurință molecula. Feofitina formată - un compus cu o culoare mai puțin strălucitoare și saturată.

Locul eliberat de magneziu poate fi luat cu ușurință de ionul de cupru Cu 2+ (maro) din sarea de cupru CuSO 4. Complexul de cupru rezultat al feofitinei este asemănător ca culoare cu clorofilei.

Complexul de cupru al feofitinei este mai stabil decât clorofila. Dacă ambele probe sunt lăsate la lumină, clorofila se va păta și diferența dintre substanțe va fi clar vizibilă.

Eliminare

Aruncați deșeurile solide din experiment împreună cu deșeurile menajere. Scurgeți soluțiile într-o chiuvetă și apoi clătiți bine cu apă.

Ce s-a întâmplat

La ce folosim un solvent?

Alcoolul ajută la extragerea clorofilei din frunzele zdrobite. Molecula de clorofilă are o coadă lungă hidrofobă („temerea apei”) care împiedică dizolvarea substanței în apă. Dar în alcool (sau, de exemplu, în acetonă), solubilitatea clorofilei este deja destul de mare.

Pentru a afla mai multe

Clorofila se dizolvă și în grăsimi. Din acest motiv, unele uleiuri vegetale, cum ar fi canola și măsline, au adesea o nuanță verde pronunțată. Pentru decolorarea unor astfel de uleiuri, se efectuează un tratament alcalin. Ca urmare, molecula de clorofilă își pierde coada hidrofobă și, odată cu aceasta, capacitatea de a se dizolva în grăsimi.

Mai bună decât acetona și alcoolul, clorofila se dizolvă numai în lichide precum benzina. Dar benzina nu poate extrage pigmentul din frunze la fel de eficient. Faptul este că într-o plantă, moleculele de clorofilă sunt strâns asociate cu moleculele de proteine. Pentru a rupe legătura cu o proteină, solventul trebuie să conțină apă care nu se amestecă cu hidrocarburi (benzină, kerosen, eter de petrol).

De ce soluția verde a devenit palid după adăugarea acidului citric?

Culoarea soluției a devenit mai puțin saturată, deoarece într-un mediu acid, ionii de hidrogen H + au înlocuit ionii de magneziu Mg 2+ și clorofila s-au transformat în feofitină. În comparație cu substanța originală, feofitina are o culoare mai închisă, dar în același timp mai puțin strălucitoare.

Pentru a afla mai multe

Feofitinizarea este un fenomen foarte frecvent. Acest cuvânt teribil se numește procesul de decolorare a clorofilei din cauza pierderii ionilor de magneziu Mg 2+ în prezența acizilor. Poate ați observat că legumele verzi proaspete devin mai închise la culoare când sunt gătite. Efectul feofitinizării este evident mai ales la murarea castraveților: după adăugarea marinatei, coaja verde strălucitoare a fructului devine maronie.

Ce se întâmplă când se adaugă CuSO4?

Când adăugăm o soluție de sulfat de cupru CuSO 4, în eprubetă apar ionii de cupru Cu 2+. Ele ocupă un loc în molecula de clorofilă, din care a fost înlocuit anterior magneziul Mg 2+. Complexul clorofilă-cupru are o culoare verde strălucitoare, astfel încât soluția capătă din nou o culoare verde pronunțată. Chiar și după câteva zile, când clorofila care conține magneziu a fost deja distrusă, culoarea soluției de complex de clorofilă de cupru rămâne saturată.

Pentru a afla mai multe

Produsul interacțiunii soluției de feofitină cu ionii de cupru Cu 2+ are o denumire severă - „complex de clorofilă de cupru”. Această substanță este înregistrată sub codul E141 ca colorant alimentar permis. O astfel de substanță poate fi utilizată numai în doze strict limitate, deoarece cuprul conținut în ea este un metal greu periculos pentru sănătate în cantități mai mari de 5 mg pe zi. Administrația SUA pentru Alimente și Medicamente (FDA) permite utilizarea E141 în alimente numai pentru colorarea amestecurilor uscate din băuturile pe bază de citrice. În acest caz, proporția de colorant nu trebuie să fie mai mare de 0,2% din greutatea produsului uscat. În Europa, Rusia și majoritatea țărilor din Asia, Africa și America de Sud, este permisă utilizarea complexului de cupru clorofilă în producția de produse de cofetărie, conserve de legume, produse cosmetice și medicamente.

Ce alte metale pot înlocui magneziul în clorofilă?

Nu numai cuprul Cu 2+ poate returna culoarea soluției de clorofilă acidulată. Sărurile de zinc Zn 2+ și mercurul Hg 2+ formează, de asemenea, compuși de culoare verde cu clorofila. Cu toate acestea, reacțiile cu acești ioni sunt mult mai lente și necesită condiții speciale, iar culoarea complexelor cu clorofilă nu este la fel de saturată ca și cu cuprul. De asemenea, merită să ne amintim că sărurile de mercur sunt extrem de toxice și nu sunt deloc destinate experimentelor acasă.

De ce soluția de clorofilă a devenit palidă?

În timp, oxidarea fotochimică are loc într-o soluție din complexul de magneziu al clorofilei. Din această cauză, soluția își pierde culoarea bogată. Complexul de cupru clorofilă este mult mai stabil decât predecesorul său natural. Nu se oxidează atât de repede și, prin urmare, soluția sa își păstrează culoarea mai mult timp.

Ce frunze de plante sunt cele mai bune pentru experiment?

Multe frunze verzi proaspete vor fi de folos. Asigurați-vă că planta nu este otrăvitoare înainte de testare. De asemenea, nu folosiți frunze de plante cu suc lăptos (euphorbia, păpădia, ficusul preferat al mamei și altele). Pentru a verifica dacă planta are seva lăptoasă, uitați-vă la tăierea frunzei: picăturile opace proeminente albe (uneori galbene, bej sau roșiatice) indică faptul că este mai bine să nu luați astfel de material pentru experiment. Cu frunze cărnoase suculente (sedum, Kalanchoe, Tradescantia și altele), soluția va deveni palidă, deoarece există prea puțină clorofilă în pulpa frunzelor unor astfel de plante.

trăiește prin control. Poziția dungilor întunecate în spectrul experimental determină ce raze sunt absorbite de pigmentul investigat.

Scopul lucrării: să se familiarizeze cu proprietățile optice ale pigmenților

Determinarea spectrului de absorbție al clorofilei ... Setați spectroscopul în raport cu lumina, astfel încât toate regiunile spectrale să aibă aceeași luminozitate. Se toarnă extract de alcool clorofilen în cuva spectrofotometrică, se așează în fața fantei spectroscopului și se determină poziția benzilor întunecate care corespund razelor absorbite de clorofilă.

Lățimea dungilor depinde de concentrația pigmentului sau de grosimea stratului de soluție a acestuia. Pentru a observa spectrele de absorbție ale soluțiilor cu diferite concentrații de clorofilă, se diluează extractul cu alcool în raporturile 1: 1, 1: 3, 1: 5 etc. și investigați proprietățile optice ale soluțiilor rezultate. Dintr-o comparație a spectrelor de absorbție ale soluțiilor de diferite concentrații, aflăm că cea mai puternică absorbție are loc în razele roșii (cel mai concentrat extract). La sfârșitul experimentului, trageți o concluzie despre dependența spectrului de absorbție al clorofilei de concentrația sa și explicați faptul stabilit.

Spectrul de absorbție al carotenului și al xantofilei. Pentru a obține spectrul de absorbție al carotenoizilor cu o pipetă, se ia cu atenție o soluție de benzină în care au trecut caroten și xantofilă după saponificarea clorofilei, se transferă într-o cuvă și se pune în fața fantei spectroscopului. Examinați spectrul de absorbție și comparați-l cu spectrul de absorbție al clorofilei. Schițați ambele spectre.

Fluorescența clorofilei. Fluorescența este emisia de lumină de către o moleculă de clorofilă excitată. Esența sa este următoarea. La temperatura camerei și în întuneric, molecula de clorofilă este în starea fundamentală, adică. energia sa corespunde nivelului singlet inferior (So) .: Absorbția unui cuantum de lumină este însoțită de trecerea unuia dintre electronii π la un nivel energetic superior. Ca rezultat, apare o stare excitată electronic a moleculei. O stare singlet este o astfel de stare excitată în care tranziția unui electron la un nivel de energie mai înalt nu este însoțită de o schimbare a semnului spin. O linie îi corespunde în spectrele de absorbție. Dacă în acest caz este absorbită o cantitate de lumină roșie, atunci electronul trece la primul nivel singlet (S1) cu o energie de 1,7 eV și o durată de viață de 10–8 –10–9 s. În cazul captării unui cuantum de lumină albastră, electronul se află la al doilea nivel singlet (S2) cu o energie de 2,9 eV, iar durata de viață a acestei stări scade la 10–12 –10–13 s. Cu toate acestea, indiferent de ce fel de electric

starea excitată de tron ​​a moleculei a fost transferată de cuantumul absorbit; în cele din urmă trece la cel mai scăzut subnivel de vibrație al primei stări excitate singlet (S1). Energia acestei stări poate fi folosită pentru a efectua procese fotochimice, pentru a migra de la o moleculă de clorofilă la alta și poate fi risipită sub formă de căldură sau radiație fluorescentă.

Astfel, indiferent de lungimea luminii excitante, clorofila fluoresce doar în partea roșie a spectrului. Scăderea energiei unui cuantic emis de o moleculă excitată în comparație cu energia unui cuantic absorbit se numește schimbarea Stokes. Numai clorofila „a” și clorofila „b” sunt fluorescente; carotenoizii nu au această capacitate. Într-o frunză vie, principalul pigment fluorescent este clorofila a. În același timp, fluorescența în frunze este mult mai puțin pronunțată decât în ​​soluție, deoarece o parte din energia absorbită este folosită pentru a sensibiliza reacțiile fotochimice. Prin urmare, o creștere a intensității fotosintezei, de regulă, implică o slăbire a fluorescenței. Fluorescența nu numai că oferă informații valoroase despre utilizarea energiei în procesele fotochimice, dar este și o caracteristică importantă a interacțiunii moleculelor diferiților pigmenți din lamelele tilacoide cloroplastice, migrarea energiei în fotosisteme etc.

Progres . Pentru a determina fluorescența, un extract alcoolic de pigmenți sau o soluție de clorofilă în benzină, obținută prin separarea pigmenților conform Kraus, trebuie plasat pe hârtie de culoare închisă lângă

Fig. 10. Luarea în considerare a extractului de alcool clorofil:

A - în raze reflectate; B - în raze transmise; a - sursa de lumina; b - o eprubetă cu hotă; în ochi; d - raze incidente; d, e

- razele reflectate; g - razele trecute prin clorofilă

sursă de lumină și vedere în lumină reflectată (Fig. 10). Extractul de clorofilă va fi de culoare roșu închis.

Fluorescența poate fi observată și la o frunză vie. Pentru a face acest lucru, luați Elodea canadiană (Elodea canadensis Michx.), Așezați obiectul pe scena microscopului și iluminați-l cu raze albastre-violete, sub influența cărora plastidele verzi încep să strălucească cu lumină roșie.

Materiale si echipamente: 1) extract alcoolic din pigmenți de frunze; 2) o soluție de caroten și xantofilă (strat de benzină obținut după saponificarea clorofilei); 3) pipete pentru 1 ml; 4) cuve; 5) spectroscoape.

3.3. Separarea pigmenților prin cromatografie pe hârtie

Metoda propusă permite separarea parțială a pigmenților plastidici pe hârtie. Separarea completă a pigmenților poate fi obținută cu hârtie cromatografică specială folosind mai mulți solvenți.

În această lucrare, separarea pigmenților se bazează pe avansarea lor diferită cu un solvent, care se datorează capacității diferite de adsorbție a pigmenților pe hârtie și parțial solubilității lor diferite în benzină.

Scopul lucrării: realizarea unei separări complete a amestecului de pigmenți în componente individuale folosind o cromatogramă bidimensională.

Progresul lucrării: 1. Pregătiți un extract de acetonă din frunze de plante proaspete. Cantitatea cântărită de material vegetal ar trebui să fie de 2-3 g, volumul extractului de acetonă de pigmenți - 25 ml (100% acetonă).

2. Tăiați o bandă de 1,5-2,0 cm lățime și 20 cm lungime din hârtie cromatografică. Ținând banda de hârtie vertical, vârful

a ei coboara cateva secunde intr-un sertar de pigment turnat intr-o sticla sau o cana de portelan. Cu o scurtă scufundare, capota se ridică pe hârtie 1,0-1,5 cm (linia de start). Hârtia este apoi uscată într-un curent de aer și scufundată din nou în soluția de pigment. Această operație se efectuează de 5-7 ori.

3. După aceea, capătul inferior al benzii de hârtie este scufundat în acetonă pură pentru câteva secunde, astfel încât toți pigmenții să se ridice cu 1,0-1,5 cm. Astfel, pe hârtia cromatografică se obține o zonă colorată (sub formă de bandă verde). , unde este concentrat amestecul de pigmenți, care trebuie împărțit.

4. După ce s-a uscat bine o fâșie de hârtie într-un curent de aer (până când mirosul de acetonă dispare), așezați-o într-o poziție strict verticală într-un cilindru, pe fundul căruia se află benzină cu punctul de fierbere de 80-1200 C. turnat, astfel încât solventul să nu atingă zona de pigment. Cilindrul este sigilat ermetic cu un dop bine montat. După 15 minute, solventul crește cu 10-12 cm. În același timp, amestecul de pigmenți este separat în

componente individuale sub formă de

		los, care se află în
		Următorul		ordine: primul
		sub clorofila „b”, deasupra acesteia
		clorofila „a”, apoi xanto-
					mișcări
			cu fata		solvent
		mai rapid decât alte componente și
		zona sa pe hârtie este
	Orez. 11. Distribuția pigmenților			alți pigmenți
		(fig. 11). Faceți un desen.
	pe hârtie

Materiale si echipamente: 1) frunze de plante; 2) acetonă; 3) benzină; 4) vaselina; 5) cești sau cești de porțelan; 6) mortare de porțelan cu pistil; 7) pâlnii; 8) baghete de sticlă; 9) filtre de hârtie; 10) benzi de hârtie cromatografică; 11) pahare sau cilindri înalți; 12) foarfece.

3.4. Determinarea conținutului de caroten în rădăcinile de morcov

Pentru realizarea acestei lucrări se folosește o metodă fotometrică. Se bazează pe transformarea analitului în soluție într-un compus care absoarbe lumina și măsurarea absorbției luminii a compusului rezultat.

Dacă un flux de lumină este direcționat către o cuvă cu o soluție colorată, atunci o parte din acesta va fi absorbită, în timp ce cealaltă va trece prin soluție. De-

absorbția va depinde de numărul de molecule întâlnite pe calea fluxului luminos.

Când lucrați, trebuie să alegeți filtrul de lumină care ar transmite razele absorbite de soluție: transmisia maximă a filtrului de lumină trebuie să coincidă cu absorbția maximă a soluției. Filtrele de lumină pe FEK sunt instalate cu lungimi de undă diferite în regiunea de transmisie maximă. Pentru măsurare, acestea sunt selectate în funcție de principiul culorii suplimentare: atunci când se lucrează cu un compus de culoare galbenă - albastru, cu un compus albastru - roșu etc.

Cuvetele se caracterizează printr-o lungime de lucru (distanța dintre margini, care este indicată pe peretele cu fața la lumina transmisă): 5, 10, 20, 30, 50 mm. Când se analizează soluții slab colorate, se iau cuve cu o lungime de lucru mai mare, puternic colorate - cu una mai scurtă. Ei se străduiesc ca citirile să fie obținute pe o scară de densitate optică de cel mult 0,8.

Scopul lucrării: determinarea cantității de caroten din rădăcinile de morcov.

Desfășurarea lucrărilor: 1. Tocați mărunt o porție cântărită de morcovi (1 g) și măcinați într-un mojar cu nisip și 0,3 g de CaO (pentru a îndepărta apa) până la omogenizare. Adăugați solvent în porțiuni mici în mortar

- acetona si continuati frecarea. Se toarnă extractul rezultat într-un balon cotat de 25 ml. La sfârșitul extracției, completați balonul cu solvent până la semn. Dacă soluția de caroten este tulbure, se filtrează.

2. Ca standard se folosește o soluție de azobenzen (corespunde la 0,00235 g de caroten la 1 ml de soluție).

3. După ce ați primit soluțiile experimentale și standard, treceți la colorimetria acestora. Pentru a face acest lucru, o soluție experimentală este turnată într-o cuvă, iar o soluție standard este turnată într-o altă cuvă și colorimetrică pe FEC cu un filtru de lumină albastră. Calculul se face dupa formula:

		(K D1	V 100)

unde X este cantitatea de caroten în mg la 100 g de morcovi;

K este cantitatea de caroten pentru standard (0,00235 g); V este volumul soluției în ml (25 ml);

D1 este densitatea optică pentru soluția de caroten; D2 este densitatea optică pentru standard.

4. Determinați necesarul uman zilnic de morcovi, pe baza normei de 5 mg de caroten pe zi.

Materiale si echipamente: 1) legumă rădăcină de morcov; 2) acetonă; 3) soluție de azobenzen; 4) baloane de 25 ml; 5) mortare de porțelan cu pistil; 6)

filtre; 7) pâlnii; 8) colorimetru fotoelectric cu cuve; 9) baghete de sticlă.

3.5. Determinarea intensității fotosintezei prin metoda balonului de asimilare (după L.A. Ivanov și N.L. Kossovich)

Metoda se bazează pe determinarea cantității de dioxid de carbon absorbită de frunze în timpul fotosintezei. Un lăstar sau o frunză separată se pune într-un balon de sticlă răsturnat (Fig. 12) și se expune la lumină timp de 15-20 de minute. O parte din dioxidul de carbon din balon este consumat în timpul fotosintezei. Apoi leagă CO2 neabsorbit de frunze, turnând un exces de soluție alcalină în balon. Apoi, alcaliul rămas este titrat cu acid clorhidric sau oxalic. La fel se procedează cu balonul de control (fără plantă) și se compară rezultatele titrarii.

Orez. 12. Dispozitiv L.A. Ivanova și N.L. Kossovich pentru a determina intensitatea fotosintezei: a - balon; b - o tijă cu o foaie; c - plută

Dacă baloanele experimentale și cele de control au același volum și dacă în ambele baloane se toarnă aceeași cantitate de soluție de Ba (OH) 2, atunci cantitatea de dioxid de carbon absorbită de plantă va fi direct proporțională cu diferența dintre rezultatele titrarii a conţinutului acestor baloane. Pentru a stabili ce cantitate de CO2 corespunde cu 1 ml de acid utilizat pentru titrare, să comparăm reacțiile în care intră alcaliul turnat în balon:

Ва (ОН) 2 + СО2 = ВаСО3 ↓ + Н2 О,

Ba (OH)2 + 2HCI = BaCI2 + 2H20.

1 M HCl corespunde cu 0,5 M CO2, adică 44: 2 = 22 g CO2. La o concentrație de 0,025 N HCI, 1 ml din această soluție conține

0,000025M HCI, care este echivalent cu 22 × 0,000025 = 0,00055 g sau 0,55 mg CO2. Această metodă oferă rezultate suficient de precise numai în

dacă toate operațiunile de deschidere și închidere a baloanelor se efectuează fără a atinge paharul cu mâinile (altfel aerul, care se dilată la încălzire, va scăpa parțial din baloane).

Scopul lucrării: determinarea intensității fotosintezei plantelor Flux de lucru: 1. Luați două baloane identice și păstrați-le în

in conditii identice se deschide 10-20 minute pentru a se umple cu aer. Apoi introduceți simultan dopuri cu orificii închise cu dopuri de sticlă (nr. 1) în ele, fără a permite baloanelor să se încălzească prin atingerea mâinilor.

2. Tăiați o frunză sau un lăstar de plantă, actualizați tăietura cu un brici sub apă și puneți într-o eprubetă umplută cu apă (luați apă fiartă, astfel încât să nu existe bule de aer) atașată de un băț introdus într-un dop (nr. 2). ).

3. Cu o mișcare rapidă, dar calmă, scoateți dopul nr. 1 din balon și introduceți dopul nr. 2 (cu planta).

4. Expuneți balonul la lumină și marcați ora de începere a experimentului. În timpul experimentului, monitorizați temperatura din interiorul balonului și, în caz de supraîncălzire, răciți balonul cu apă. Este deosebit de important ca la sfârșitul experimentului temperatura să fie aceeași ca la început, altfel aerul poate intra

v balon sau ieșire. Durata experimentului ar trebui să fie astfel încât frunzele să aibă timp să absoarbă mai mult de 25% din conținutul

într-un balon de CO2. Cu o iluminare bună pentru un balon de 1 L, expunerea nu trebuie să depășească 5 minute, pentru baloanele mai mari

- 15-20 minute.

5. La sfârșitul experimentului, se scoate planta din balon și se închide rapid cu dopul nr. 1, marcând timpul. De asemenea, deschideți balonul de control pentru câteva secunde. Se toarnă 25 ml în baloane prin orificiul din dop

Soluție 0,025N de Ba (OH) 2 și 2-3 picături de fenolftaleină și închideți imediat orificiul cu un dop.

								Tabelul 8
			Intensitatea fotosintezei
						Consumul de HCl, ml		Intens
					infuzat
								fotosinteză
				dm2	Wa (OH) 2,			pentru, mgСО2 /

6. Pentru a crește suprafața de contact a Ba (OH) 2 cu aerul, umeziți cu grijă pereții baloanelor cu această soluție.

se agită periodic timp de 3 minute, după care se efectuează titrarea cu soluție de acid clorhidric 0,025N prin orificiul din plută până când culoarea roz dispare.

7. Determinați aria foii folosind metoda pătratelor. rezultate pentru

scrie la tabelul 8.
Intensitatea fotosintezei J f (ml CO2 / g			oră) se calculează prin
	(A B) K

unde A este cantitatea de HCI utilizată pentru titrarea baritei într-un balon de testare, ml;

B - cantitatea de HCI utilizată pentru titrarea baritei în balonul de control, ml;

K - corectarea titrului HCI;

0,55 este numărul de mg CO2 corespunzător la 1 ml de 0,025H HC1; S — suprafața frunzelor, dm2;

t - expunere, min;

60 - factor de conversie de la minute la ore.

Materiale si echipamente: 1) frunze sau lăstari de plante; 2) soluţie 0,025N de Ba (OH)2; 3) soluţie de HCI 0,025N; 4) fenolftaleină; 5) baloane conice cu o capacitate de 1 l (2 buc.); 6) hârtie; 7) dopuri de cauciuc (3 buc.); 8) în al treilea dop se introduc două dopuri cu o gaură închisă cu un dop de sticlă, o tijă de sticlă sau metal cu o eprubetă mică și un termometru atașat la acesta; 9) un suport pentru instalarea balonului în poziție inversată; 10) lampă electrică 200-300 W; 11) foarfece; 12) hârtie; 13) cântare cu greutăți.

Întrebări de control

1. Rolul cosmic al plantelor verzi. Semnificația lucrărilor lui K.A. Timiryazev.

2. Pigmenți ai plantelor fotosintetice. Metode de separare a pigmenților.

3. Proprietățile chimice și optice ale pigmenților.

4. fizico-chimic proprietățile moleculei de clorofilă. Fluorescența clorofilei.

5. Etapa ușoară a fotosintezei. Fosforilarea fotosintetică.

6. Etapa întunecată a fotosintezei. Ciclul Calvin, ciclul Hatch-Slack, fotosinteza ca tolstyanka.

7. Intensitatea fotosintezei, fotorespirația.

8. Influența factorilor de mediu asupra intensității fotosintezei

4. RESPIRAȚIA PLANTELOR

Istoria dezvoltării doctrinei respirației. Teoria oxidării și reducerii: A.N. Bach, V.I. Palladin, G. Wieland, O. Warburg, S.P. Kostycheva et al. Clasificarea sistemelor enzimatice ale respirației. Structura enzimei. Acțiunea activatorilor și inhibitorilor. Caracterizarea dehidrogenazelor, oxidoreductazelor, oxidazelor. Mecanisme de acțiune ale catalazei, peroxidazei, citocrom oxidazei și polifenol oxidazei.

Rolul fiziologic al respirației. Specificitatea respirației la plante. Mitocondriile. Structura și funcția lor.

Modalități de oxidare a materiei organice în celulă. Unificarea sub-

striații respiratorii. Mecanismul de activare a substraturilor respiratorii, modalitățile de includere a acestora în procesele de oxidare biologică. Principalele moduri de disimilare a carbohidraților. Calea pentozomonofosfatului de oxidare a glucozei. Calea de oxidare glicolitică (glicoliză), etape principale. Ciclul G. Krebs, secvența reacției. Ciclul glioxilatului.

Lanțul de transport de electroni al mitocondriilor: organizarea structurală, componentele principale, potențialele lor redox. Complexe purtători de electroni. Mecanisme catalitice alternative de oxidare biologică (respirație rezistentă la cianuri). Sistemele oxidative extramitocondriale.

Fosforilarea oxidativă. Energia respiratorie: fosfați și tioesteri. Unitatea proceselor energetice elementare în natura vie. Fosforilarea la nivel de substrat (substrat) și fosforilarea în lanțul respirator (coenzimă). Teoriile fosforilării oxidative: chimice, mecanicochimic (teoria lui Boyer), chemiosmotic (teoria lui Mitchell). Principalele prevederi ale teoriei chimiosmotice a conjugării lui Mitchell. Membrana ca bază structurală pentru procesele bioenergetice. Transformarea energiei pe membranele de interfață. Potențialul electrochimic este forța motrice din spatele fosforilării. Reglarea transportului de electroni și a fosforilării. Disocierea respirației și fosforilarea. Influența factorilor de mediu asupra acestui proces.

Respirația ca o verigă centrală în metabolism. Importanța respirației în metabolismul constructiv al celulei și legătura acesteia cu alte funcții ale celulei.

Indicatori cantitativi ai schimbului de gaze (absorbție de oxigen, eliberare de dioxid de carbon, frecvență respiratorie etc.). L. Efectul Pasteur.

Reglarea respirației. Ecologia respirației. Dependența de respirație de factori externi și interni.

4.1. Determinarea gazometrică a catalazei

Multe procese redox din țesuturile plantelor implică enzime.

Metoda de determinare a activității enzimatice se bazează pe capacitatea catalazei de a descompune peroxidul de hidrogen cu eliberarea de oxigen gazos. Deoarece cantitatea de peroxid de hidrogen descompusă depinde de activitatea enzimei, este posibil să se judece activitatea catalazei după cantitatea de oxigen și viteza de eliberare a acesteia.

2H2 O2 → 2H2 O + O2.

Scopul lucrării: determinarea activității enzimei catalaze în materialul vegetal.

Progresul lucrării: 1. Luați o probă de frunze sau părți de plantă cu o greutate de 4 g, adăugați 0,2 g de cretă (pentru a da o reacție alcalină), un vârf de nisip și măcinați bine într-un mojar cu o cantitate mică de apă distilată. Transferați masa pisată printr-o pâlnie într-un balon cotat de 100 ml și aduceți di-

cu apă distilată până la semn. 2. Un balon cu ex- legume

se lasa sa stea 15 minute. În acest moment, pregătiți toate părțile dispozitivului catalazimetru (Fig. 13) pentru a determina activitatea catalazei și a verifica etanșeitatea acesteia.

3. După 15 minute, se iau 10 ml de extract împreună cu suspensia din balon folosind o pipetă de măsurare și se transferă într-un compartiment al vasului de reacție (catalaza). La un alt departament cu

Orez. 13. Catalazimetru vasele pun 5 ml peroxid de hidrogen. Vas de reacție

conectați la restul instrumentului catalazimetru.

Compușii metalici cu legături covalente în solvenții aprotici își schimbă proprietățile și se disociază, apoi formează compuși complecși, de exemplu: Un proces interesant de dizolvare a TiCl4 în dimetilformamidă (DMF) și dimetil sulfoxid (DMSO). Moleculele de solvent interacționează cu titanul...

Clorofilă

(Procese de complexare de origine naturală și tehnologică)

Biosinteza clorofilei

(Procese de complexare de origine naturală și tehnologică)

Clorofilă A A b
(Procese de complexare de origine naturală și tehnologică)

Clorofilă

Conceptul de clorofilă provine de la cuvintele grecești (x ^ sorbs; - verde și (poAXov- frunză). Este un pigment de plantă verde, cu care are loc absorbția luminii solare și procesul de fotosinteză. Timiryazev a fost unul dintre primii cercetători. să acordați atenție clorofilei.grup de complexe...
(Procese de complexare de origine naturală și tehnologică)

Biosinteza clorofilei

În natură, centrele de biosinteză - complexe polienzimatice - sunt responsabile de biosinteza clorofilei. Procesul de biosinteză este clar. În ultima etapă a biosintezei la plantele superioare, protoclorofilida de culoare deschisă este transformată în clorofilă sub influența luminii. Procesul durează mai multe...
(Procese de complexare de origine naturală și tehnologică)

Proprietățile fizico-chimice ale clorofilei

Clorofilă A are o greutate moleculară mare de 893,52. La o temperatură de 117-120 ° C, microcristale de clorofilă albastru-negru se topesc. Clorofilă A se dizolvă în dietil eter, etanol, acetonă, benzen, cloroform b piridină. Soluțiile sale sunt de culoare albastru-verde și foarte fluorescente....
(Procese de complexare de origine naturală și tehnologică)

Ţintă: familiarizați-vă cu procedura de executare a muncii; trageți o concluzie despre proprietățile chimice ale pigmenților de foi.

Informații teoretice. Sistemul de pigment cloroplast este reprezentat de două tipuri de pigmenți: verde - clorofile Ași b iar galben - carotenoide. Principalul pigment funcțional este clorofila A, servește ca donator direct de energie pentru reacțiile fotosintetice, restul pigmenților doar îi transferă energia absorbită .

Progres:

Obținerea unei soluții alcoolice (extract) de pigmenți. Pigmenții din țesutul vegetal se extrag cu solvenți polari (alcool etilic, acetonă), care distrug legătura clorofilelor și xantofilelor cu lipoproteinele plastidice și asigură extracția acestora. Frunzele uscate se pun intr-un balon conic de 200 ml si se oparesc cu apa clocotita, apoi apa se scurge. În balon se toarnă 100 ml etanol, se închide cu un dop de plută cu condensator de reflux și se pune într-o baie de apă clocotită pentru extragerea pigmenților. După fierbere timp de cinci minute, conținutul balonului se răcește și se toarnă cu grijă într-un alt balon. Extractul este utilizat în experimentele ulterioare.

Separarea pigmenților după Kraus. Metoda se bazează pe solubilitatea diferită a pigmenților în alcool și benzină. Acești solvenți nu se amestecă într-un singur vas, ci formează două faze - benzină superioară, alcool inferior, datorită cărora componentele amestecului de pigmenți sunt separate.

Într-o eprubetă se toarnă 2-3 ml de extract alcoolic de pigmenți și 3-4 ml de benzină. Conținutul eprubetei este scuturat, închizându-l cu un dop sau o lustruire mare și apărat. Pe măsură ce emulsia se stratifică, stratul de benzină devine verde datorită solubilității mai bune a clorofilei din acesta. Carotenul intră și în benzină, dar culoarea acestuia este maximizată de clorofilă. Xantofila rămâne în stratul de alcool de culoare galben-aurie.

Dacă pigmenții nu se separă, adăugați trei până la patru picături de apă și agitați din nou. Cu un exces de apă, stratul inferior poate deveni tulbure. În acest caz, adăugați puțin alcool etilic și agitați tubul.

Ei fac o imagine a distribuției pigmenților și trag concluzii.

Saponificarea clorofilei cu alcalii. Prin tratarea clorofilei cu alcalii, este posibil să se provoace saponificarea grupărilor eterice, de exemplu. separarea reziduurilor de alcool metilic și fitol:

Sarea acidului clorofilic rezultată păstrează culoarea verde și proprietățile optice ale clorofilei, dar diferă de aceasta prin hidrofilitate mai mare.

1 ml de soluție de NaOH 20% se toarnă într-o eprubetă cu 2-3 ml de soluție alcoolică de pigmenți și se agită. Eprubeta se pune într-o baie de apă clocotită. De îndată ce soluția fierbe, tubul este îndepărtat și răcit, apoi se adaugă un volum egal de benzină și câteva picături de apă. Conținutul eprubetei este scuturat puternic și pus deoparte. Carotenul și xantofila trec în stratul de benzină, iar sarea de sodiu a acidului clorofil trece în stratul de alcool. Schițați culoarea straturilor, indicând distribuția pigmenților.

Obținerea feofitinei și înlocuirea inversă a hidrogenului cu un atom de metal. Atomul de magneziu este reținut relativ slab în miezul de porfirină al clorofilei și, sub acțiunea atentă a acizilor puternici, este ușor înlocuit cu doi protoni cu formarea feofitinei brune:

Dacă feofitina este acționată de sărurile de cupru, zinc sau mercur, atunci în loc de doi protoni, metalul corespunzător intră în nucleu și produsele de reacție devin verzi. Cu toate acestea, culoarea rezultată este oarecum diferită de cea a clorofilei:

În consecință, culoarea clorofilelor se datorează legăturii organometalice din moleculele lor. Introducerea inversă a magneziului în feofitină este foarte dificilă. În două eprubete se iau 2-3 ml de extract alcoolic de pigmenți și se adaugă pe rând - două picături de soluție de acid clorhidric 10%. Când este agitată, culoarea verde a clorofilei se transformă într-una maronie, caracteristică feofitinei. Se lasă pentru control un tub cu feozitină, iar în al doilea se introduc câteva cristale de acetat de cupru și soluția se încălzește într-o baie de apă până la fierbere. Pe măsură ce se încălzește, culoarea maro a soluției se schimbă în verde ca urmare a formării unui derivat de cupru asemănător clorofilei.

Schițați culoarea feofitinei și a unui derivat al clorofilei de cupru.

Echipament: Frunze uscate sau crude, alcool etilic, benzină , Soluție de NaOH 20%, soluție de acid clorhidric 10% în picurător, acetat de cupru. Baloane conice de reflux, bai de apa, suport pentru eprubete, pipete de 1 ml, conuri conice, creioane colorate.

Literatură: 1, p. 63-66

Întrebări de control:

1 Care este rolul clorofilei în procesul de fotosinteză?

2 Care este rolul carotenoidelor în procesul de fotosinteză?

3 Care este mecanismul de transformare a energiei luminoase în energie chimică?