Почему растения зеленые?
Сложность:
Опасность:
Сделайте этот эксперимент дома
Реагенты
Безопасность
- Перед началом опыта наденьте защитные перчатки и очки.
- Проводите эксперимент на подносе.
- Проводите опыт в хорошо проветриваемом помещении, вдали от источников возгорания.
Общие правила безопасности
- Не допускайте попадания химических реагентов в глаза или рот.
- Не допускайте к месту проведения экспериментов людей без защитных очков, а также маленьких детей и животных.
- Храните экспериментальный набор в месте, недоступном для детей младше 12 лет.
- Помойте или очистите всё оборудование и оснастку после использования.
- Убедитесь, что все контейнеры с реагентами плотно закрыты и хранятся по правилам после использования.
- Убедитесь, что все одноразовые контейнеры правильно утилизированы.
- Используйте только оборудование и реактивы, поставляемые в наборе или рекомендуемые текущими инструкциями.
- Если вы использовали контейнер для еды или посуду для проведения экспериментов, немедленно выбросьте их. Они больше не пригодны для хранения пищи.
Информация о первой помощи
- В случае попадания реагентов в глаза тщательно промойте глаза водой, при необходимости держа глаз открытым. Немедленно обратитесь к врачу.
- В случае проглатывания промойте рот водой, выпейте немного чистой воды. Не вызывайте рвоту. Немедленно обратитесь к врачу.
- В случае вдыхания реагентов выведите пострадавшего на свежий воздух.
- В случае контакта с кожей или ожогов промывайте поврежденную зону большим количеством воды в течение 10 минут или дольше.
- В случае сомнений немедленно обратитесь к врачу. Возьмите с собой химический реагент и контейнер от него.
- В случае травм всегда обращайтесь к врачу.
- Неправильное использование химических реагентов может вызвать травму и нанести вред здоровью. Проводите только указанные в инструкции эксперименты.
- Данный набор опытов предназначен только для детей 12 лет и старше.
- Способности детей существенно различаются даже внутри возрастной группы. Поэтому родители, проводящие эксперименты вместе с детьми, должны по своему усмотрению решить, какие опыты подходят для их детей и будут безопасны для них.
- Родители должны обсудить правила безопасности с ребенком или детьми перед началом проведения экспериментов. Особое внимание следует уделить безопасному обращению с кислотами, щелочами и горючими жидкостями.
- Перед началом экспериментов очистите место проведения опытов от предметов, которые могут вам помешать. Следует избегать хранения пищевых продуктов рядом с местом проведения опытов. Место проведения опытов должно хорошо вентилироваться и находиться близко к водопроводному крану или другому источнику воды. Для проведения экспериментов потребуется устойчивый стол.
- Вещества в одноразовой упаковке должны быть использованы полностью или утилизированы после проведения одного эксперимента, т.е. после открытия упаковки.
Часто задаваемые вопросы
Где взять 96%-й раствор спирта (этанола)?
Спирт можно купить в аптеке или получить лабораторным методом. Для этого вам понадобятся три свечи и крепкий алкоголь или 40–60%-й раствор этанола. Остальное вы найдете в коробке «Химия растений» и стартовом наборе.
- Вставьте металлический переходник в пробку с одним отверстием.
- Наденьте на переходник силиконовую трубку.
- Вставьте воронку в колбу и налейте 40 мл крепкого алкоголя или 40–60%-го раствора этанола.
- Закройте колбу пробкой.
- Налейте в стеклянный стакан холодной воды (до середины). Опустите в стакан пробирку.
- Поставьте на горелку три свечи и зажгите их. Накройте горелку пламярассекателем.
- Поставьте колбу на пламярассекатель. Свободный конец трубки опустите в пробирку. Подождите, пока пробирка не заполнится жидкостью на две трети.
- Потушите свечи.
- Вылейте жидкость из пробирки в стаканчик с измельченными зелеными листьями и продолжайте опыт, следуя инструкции.
Другие эксперименты
Пошаговая инструкция
Хлорофилл - это вещество, которое придает листьям зеленый цвет. Он практически не растворяется в воде, но растворяется во многих органических растворителях, например, в этиловом спирте.
Когда достаточно хлорофилла растворится в спирте, возьмем два образца раствора.
В молекуле хлорофилла есть ион магния Mg 2+ (зеленый). В присутствии кислоты он легко «уходит» из молекулы. Образуется феофитин - соединение, с менее яркой и насыщенной окраской.
Освободившееся от магния место может легко занять ион меди Cu 2+ (коричневый) из соли меди CuSO 4 . Получившийся медный комплекс феофитина похож по цвету на хлорофилл.
Медный комплекс феофитина более устойчив, чем хлорофилл. Если оставить оба образца на свету, хлорофилл потускнеет и разница между веществами будет хорошо заметна.
Утилизация
Твердые отходы эксперимента утилизируйте вместе с бытовым мусором. Растворы слейте в раковину и затем тщательно промойте ее водой.
Что произошло
Для чего мы используем растворитель?
Спирт помогает извлечь хлорофилл из измельченных листьев. У молекулы хлорофилла есть длинный гидрофобный («боящийся воды») хвост, который мешает веществу растворяться в воде. Зато в спирте (или, например, в ацетоне) растворимость хлорофилла уже достаточно высока.
Узнать больше
Еще хлорофилл растворяется в жирах. Из-за этого некоторые растительные масла, например рапсовое и оливковое, часто имеют ярко выраженный зеленый оттенок. Для обесцвечивания таких масел проводят обработку щелочью. В результате молекула хлорофилла теряет гидрофобный хвост, а вместе с ним и способность растворяться в жирах.
Лучше, чем в ацетоне и спирте, хлорофилл растворяется только в жидкостях типа бензина. Но бензин не может так же эффективно извлечь пигмент из листьев. Дело в том, что в растении молекулы хлорофилла тесно связаны с белковыми молекулами. Чтобы разорвать связь с белком, в растворителе должна быть вода, которая не смешивается с углеводородами (бензином, керосином, петролейным эфиром).
Почему зелёный раствор побледнел после добавления лимонной кислоты?
Цвет раствора стал менее насыщенным, потому что в кислой среде ионы водорода H + вытеснили ионы магния Mg 2+ и хлорофилл превратился в феофитин. По сравнению с исходным веществом, феофитин имеет более темную, но в то же время менее яркую окраску.
Узнать больше
Феофитинизация - очень распространенное явление. Этим страшным словом называют процесс обесцвечивания хлорофилла за счет потери ионов магния Mg 2+ в присутствии кислот. Вы, должно быть, замечали, что при кулинарной обработке свежие зеленые овощи становятся темнее. Эффект феофитинизации особенно нагляден при мариновании огурцов: после добавления маринада ярко-зеленая кожица плодов становится буроватой.
Что происходит при добавлении CuSO 4 ?
Когда мы добавляем раствор сульфата меди CuSO 4 , в пробирке появляются ионы меди Cu 2+ . Они занимают место в молекуле хлорофилла, откуда предварительно был вытеснен магний Mg 2+ . Комплекс хлорофилла с медью имеет ярко-зеленый цвет, поэтому раствор снова приобретает выраженную зеленую окраску. Даже спустя несколько дней, когда магнийсодержащий хлорофилл уже успевает разрушиться, цвет раствора медного комплекса хлорофилла остается насыщенным.
Узнать больше
Продукт взаимодействия раствора феофитина с ионами меди Cu 2+ носит суровое название - «хлорофилла комплекс медный». Это вещество зарегистрировано под кодом E141 как разрешенный пищевой краситель. Применять такое вещество можно лишь в строго ограниченных дозах, ведь содержащаяся в нем медь - это тяжелый металл, опасный для здоровья в количествах более 5 мг в сутки. Управление по контролю качества пищевых продуктов и лекарственных препаратов (FDA) в США позволяет использование E141 в пищу исключительно для окрашивания сухих смесей при изготовлении напитков на цитрусовой основе. При этом доля красителя должна составлять не больше 0,2 % массы сухого продукта. В Европе, России и большинстве стран Азии, Африки и Южной Америки разрешено использовать медный комплекс хлорофилла при производстве кондитерских изделий, консервированных овощей, косметических продуктов и лекарств.
Какие еще металлы могут занять место магния в хлорофилле?
Не только медь Cu 2+ может вернуть окраску подкисленному раствору хлорофилла. Соли цинка Zn 2+ и ртути Hg 2+ также образуют с хлорофиллом окрашенные в зеленый цвет соединения. Однако реакции с этими ионами проходят гораздо медленнее и требуют особых условий, а окраска комплексов с хлорофиллом получается не такой насыщенной, как с медью. Также стоит помнить, что соли ртути крайне ядовиты и совсем не предназначены для домашних экспериментов.
Почему раствор хлорофилла побледнел?
Со временем в растворе магниевого комплекса хлорофилла происходит фотохимическое окисление. Из-за этого раствор теряет свою насыщенную окраску. Медный комплекс хлорофилла же намного стабильнее своего природного предшественника. Он не подвергается окислению так быстро, и потому его раствор дольше сохраняет свой цвет.
Листья каких растений лучше всего подходят для эксперимента?
Подойдут многие свежие зеленые листья. Перед проведением опыта убедитесь, что растение не является ядовитым. Также не стоит использовать листья растений с млечным соком (молочай, одуванчик, любимый мамин фикус и другие). Чтобы проверить, есть ли в растении млечный сок, посмотрите на срез листа: выступающие белые (иногда желтые, бежевые или красноватые) непрозрачные капельки указывают на то, что такой материал для эксперимента лучше не брать. С сочными мясистыми листьями (седумы, каланхоэ, традесканции и других) раствор получится бледным, потому что в мякоти листа таких растений содержится слишком мало хлорофилла.
Лабораторная работа № 7.
Изучение свойств фотосинтетических пигментов
Цель работы: ознакомиться с методами экстракции пигментов и с их химическими свойствами.
Задание 1. Химические и оптические свойства пигментов листа
В процессе фотосинтеза высших растений участвуют две группы пигментов: зеленые – хлорофиллы а и b ; желтые – каротины и ксантофиллы. Мы познакомимся с методом выделения пигментов, разделения по методу Крауса, с основными химическими и оптическими свойствами пигментов. Работа состоит из отдельных этапов, которые выполняют в приведенной ниже последовательности.
1. Получение спиртового раствора пигментов
С этой целью можно использовать как сухие листья, так и свежий растительный материал. При работе с сухими листьями рекомендуется увлажнить их перед экстракцией пигментов. При работе с сырым материалом удобны листья герани, гороха, фасоли.
Для получения большого объема экстракта употребляют высушенные листья крапивы, которые помещают в коническую колбу вместимостью 200 мл и обваривают кипятком, затем воду сливают. В колбу приливают 100 мл этилового спирта, закрывают ее пробкой с обратным холодильником и ставят на 5 минут на баню с кипящей водой для экстрагирования пигментов. Затем содержимое колбы охлаждают и раствор осторожно декантацией сливают через воронку со складчатым бумажным фильтром. Отфильтрованный раствор используют в последующих опытах. Хранить растворы пигментов следует в темноте в холодильнике.
Ход работы : 1–2 г листьев герани поместить в фарфоровую ступку, добавить немного кварцевого песка (для лучшего измельчения растительных тканей) и щепотку мела (для создания нейтральной или слабощелочной реакции среды). Листья растереть до однородной массы, в которую добавить 10–15 мл 96%-ного этанола. После тщательного перемешивания гомогенат отфильтровать в пробирку через бумажный фильтр с белой лентой. Чтобы жидкость при выливании из ступки не стекала по стенке, приставить стеклянную палочку к носику ступки, смазанному снаружи вазелином. Ступку и пестик можно ополоснуть несколькими миллилитрами этанола, который надо сливать на этот же фильтр. Работа носит качественный характер; поэтому можно не добиваться полного переноса пигментов в раствор. Если первые порции фильтрата получились мутными, их снова надо профильтровать, не меняя фильтра. Полученный экстракт зеленого цвета пригоден для последующих опытов.
2. Разделение пигментов по методу Крауса
Метод основан на различной растворимости пигментов в спирте и бензине, которые при сливании не смешиваются, образуя два слоя: верхний – бензин; нижний – спирт. Эмпирическая формула хлорофилла a – С 55 Н 72 О 5 N 4 Mg, хлорофилла b – С 55 Н 70 О 6 N 4 Mg. Хлорофилл является сложным эфиром дикарбоновой кислоты хлорофиллина и двух спиртов – метанола и фитола. Фитол имеет длинную углеводородную цепочку (С20Н39), которая и определяет гидрофобность молекулы хлорофилла. Он лучше растворяется в гидрофобном растворителе – бензине. Каротин, будучи углеводородом (С 40 Н 56), также обладает гидрофобными свойствами и имеет большое сродство с бензином. Ксантофиллы – спирты (С40Н56О2), и поэтому они лучше растворяются в этаноле, чем в бензине.
Ход работы : в пробирку налить 2–3 мл спиртовой вытяжки пигментов и добавить 3–4 мл бензина Калоша (вместо бензина можно использовать петролейный эфир). Пробирку встряхнуть и дать отстояться содержимому. Происходит отслоение эмульсии. Сверху собирается бензин с перешедшими в него хлорофиллами, которые окрашивают данный слой в зеленый цвет. Каротин также находится в бензине, но его желтая окраска маскируется хлорофиллом. Нижний спиртовой слой содержит пигмент ксантофилл, который окрашен в желтый цвет.
Если разделение пигментов происходит недостаточно четко, в пробирку надо добавить 1–2 капли воды и снова сильно встряхнуть ее. Избытка воды следует избегать, так как может произойти помутнение раствора.
Результат работы зафиксировать в виде рисунка.
В заключение следует дать объяснение различной растворимости пигментов в спирте и бензине.
3. Омыление хлорофилла щёлочью
Сложные эфиры способны к реакции со щелочью (реакция омыления), при этом их молекула расщепляется на кислоту и спирт. Из пигментов листа омыляется только хлорофилл, от молекулы которого под влиянием щелочи отщепляются метанол и фитол:
Образующаяся при омылении натриевая соль хлорофиллиновой кислоты сохраняет зеленую окраску, но приобретает гидрофильные свойства, а значит, и большее сродство к спирту. Желтые пигменты при действии щелочи не изменяют своей химической природы.
Ход работы : в пробирку с 2–3 мл вытяжки пигментов добавить 1–2 капли 20%-ного раствора NaОН. Пробирку нагреть на водяной бане до закипания в ней раствора. После охлаждения добавить в пробирку 2–3 мл бензина и 2–3 капли воды (для лучшего разделения смеси). Затем содержимое пробирки сильно встряхнуть и дать отстояться. В пробирке должны присутствовать два слоя: нижний (спиртовый), окрашенный в зеленый цвет; верхний (бензиновый), окрашенный в желтый цвет. В спиртовом слое растворены натриевая соль хлорофиллиновой кислоты и ксантофиллы, окраска которых маскируется хлорофиллом. В бензиновом слое растворен каротин.
В заключение необходимо объяснить распределение окраски в спиртовом и бензиновом слоях.
4. Получение феофитина и обратное замещение водорода атомом металла
Хлорофилл относится к Mg-порфиринам. Главной частью его молекулы является порфириновое ядро, состоящее из четырех пиррольных колец.
Их вершины с атомами азота направлены к центру порфиринового ядра и взаимодействуют с атомом магния, занимающим центральное положение. Магний в порфириновом ядре удерживается непрочно и при осторожном воздействии сильных кислот может быть замещен на два атома водорода.
Водородзамещенный хлорофилл называется феофитином и имеет бурый цвет:
Водород феофитина можно заменить снова металлом, если подействовать солями меди или цинка; при этом восстанавливается зеленая окраска пигмента. Следовательно, цвет хлорофилла зависит от наличия металлорганической связи в молекуле.
Процесс феофитинизации часто наблюдается в природе и свидетельствует об увеличении проницаемости живых мембран, а значит, о повреждении и гибели клеток.
Ход работы : в две пробирки налить по 2–3 мл спиртового раствора пигментов и прибавить по одной-две капли 10%-ной соляной кислоты. Зеленая окраска раствора переходит в бурую, так как образовался феофитин. Одну пробирку оставить для контроля, во вторую внести небольшой кристаллик уксуснокислой меди и нагреть раствор на водяной бане до кипения. Бурый цвет раствора изменится на зеленый, так как произошло образование хлорофиллпроизводного меди:
В конце работы зарисовать картину разделения пигментов после омыления хлорофилла.
В заключение необходимо объяснить изменение окраски.
Задание 2. Разделение фотосинтетических пигментов методом бумажной хроматографии
Разделение пигментов в настоящем задании основано на различной скорости их продвижения с растворителем. Это обусловлено различной адсорбцией пигментов на бумаге и частично – разной растворимостью в бензине и массой молекул. Эмпирическая формула хлорофилла a – С 55 Н 72 О 5 N 4 Mg, хлорофилла b – С 55 Н 70 О 6 N 4 Mg. Каротин (С 40 Н 56) имеет большое сродство с бензином. Ксантофиллы (С 40 Н 56 О 2) лучше растворяются в этаноле, чем в бензине.
Ход работы : приготовить ацетоновую (или спиртовую) вытяжку из свежих листьев любых растений. Навеска растительного материала должна составлять 2–3 г, объем ацетонового экстракта – 25 мл (100%-ный ацетон).
Из хроматографической бумаги вырезать полоску шириной 1,5–2,0 см, длиной 20 см. Держа полоску вертикально, опустить ее кончик на несколько секунд в вытяжку пигментов, налитую в бюксу. При кратковременном погружении вытяжка поднимается по бумаге на 1–1,5 см.
Затем бумагу высушить в токе воздуха и снова погрузить в раствор пигментов. Эту операцию повторить 5–7 раз, пока у верхней границы не образуется полоска ярко-зеленого цвета. После этого нижний конец хроматограммы опустить на несколько секунд в чистый ацетон, чтобы все пигменты поднялись на 1–1,5 см. Таким образом, на бумаге получают окрашенную зону в виде зеленой полоски, где сконцентрирована смесь пигментов, которую необходимо разделить.
Рис. 1. Вид хроматограммы с разделенными пигментами
Хорошо высушенную хроматограмму (до исчезновения запаха ацетона) поместить в строго вертикальном положении в камеру, на дне которой находится чашка Петри с растворителем (смесь бензин:бензол – 1:2), так, чтобы растворитель не касался зоны пигментов. Камеру герметично закрыть. Через 10–15 мин растворитель поднимется на 10–12 см. Смесь пигментов при этом разделится на отдельные компоненты в виде полос, расположенных в следующем порядке: первый снизу – хлорофилл b , над ним – хлорофилл a , затем – ксантофилл (рис. 1). Каротин продвигается вместе с фронтом растворителя быстрее других компонентов, и зона его на бумаге располагается выше всех других пигментов.
Полученную хроматограмму приклеить в тетрадь, обвести зоны пигментов карандашом и подписать.
Цель: ознакомить с порядком выполнения работы; сделать вывод о химических свойствах пигментов листа.
Теоретические сведения. Пигментная система хлоропласта представлена двумя типами пигментов: зелеными – хлорофиллами а и b и желтыми – каротиноидами. Основной функциональный пигмент – хлорофилл а , служит непосредственным донором энергии для фотосинтетических реакций, остальные пигменты лишь передают ему поглощенную энергию.
Ход работы:
Получение спиртового раствора (вытяжки) пигментов. Пигменты из растительной ткани извлекают полярными растворителями (этиловый спирт, ацетон), которые разрушают связь хлорофиллов и ксантофиллов с липопротеидами пластид и обеспечивают их экстрагирование. Сухие листья помещают в коническую колбу на 200 мл и ошпаривают кипятком, затем воду сливают. В колбу приливают 100 мл этилового спирта, закрывают ее корковой пробкой с обратным холодильником и ставят на баню с кипящей водой для экстрагирования пигментов. После пятиминутного кипячения содержимое колбы охлаждают и осторожно сливают в другую колбу. Экстракт используют в последующих опытах.
Разделение пигментов по Краусу. Метод основан на различной растворимости пигментов в спирте и бензине. Указанные растворители в одном сосуде не смешиваются, а образуют две фазы – верхнюю бензиновую, нижнюю спиртовую, благодаря чему компоненты смеси пигментов разделяются.
В пробирку наливают 2-3 мл спиртового экстракта пигментов, и 3-4 мл бензина. Содержимое пробирки встряхивают, закрыв ее пробкой или большим польцем, и отстаивают. По мере расслоения эмульсии бензиновый слой окрашивается в зеленый цвет из-за лучшей растворимости в нем хлорофилла. В бензин переходит и каротин, но его окраска максируется хлорофиллом. Ксантофилл остается в спиртовом слое золотисто-желтой окраски.
Если пигменты не разделяются, добавляют три- четыре капли воды и снова встряхивают. При избытке воды возможно помутнение нижнего слоя. В этом случае следует прилить немного этилового спирта и взболтать пробирку.
Зарисовывают картину распределения пигментов и делают выводы.
Омыление хлорофилла щелочью. Обрабатывая хлорофилл щелочью, можно вызвать омыление эфирных групп, т.е. отщепление остатков метилового спирта и фитола:
Образующаяся при этом соль хлорофиллиновой кислоты сохраняет зеленую окраску и оптические свойства хлорофилла, но отличается от него большей гидрофильностью.
В пробирку с 2-3 мл спиртового раствора пигментов приливают 1 мл 20%-ного раствора NaОН и взбалтывают. Пробирку ставят на кипящую водяную баню. Как только раствор закипит, пробирку вынимают и охлаждают, затем добавляют равный объем бензина и несколько капель воды. Содержимое пробирки резко встряхивают и отстаивают. В бензиновый слой переходят каротин и ксантофилл, а в спиртовой - натриевая соль хлорофиллиновой кислоты. Зарисовывают окраску слоев, указывая распределение пигментов.
Получение феофитина и обратное замещение водорода атомом металла. Атом магния сравнительно слабо удерживается в порфириновом ядре хлорофилла и при осторожном воздействии сильных кислот легко замещается двумя протонами с образованием феофитина бурого цвета:
Если на феофитин действовать солями меди, цинка или ртути, то вместо двух протонов в ядро входит соответсвующий металл и продукты реакции окрашиваются в зеленый цвет. Однако полученная окраска несколько отличается от окраски хлорофилл:
Следовательно, цвет хлорофиллов обусловлен металлорганической связью в их молекулах. Обратное введение магния в феофитин сильно затруднено. В две пробирки берут по 2-3 мл спиртовой вытяжки пигментов и добавляют по одной – две капли 10%-ной раствора соляной кислоты. При взбалтывании зеленая окраска хлорофилла переходит в бурую, характерную для феофитина. Одну пробирку с феоситином оставляют для контроля, а во вторую вносят несколько кристаллов ацетата меди и нагревают раствор на водяной бане до кипения. По мере нагревания бурый цвет раствора меняется на зеленый в результате образования хлорофилло подобного производного меди.
Зарисовывают окраску феофитина и медьпроизводного хлорофилла.
Оборудование: Сухие или сырые листья, этиловый спирт, бензин, 20% -ный раствор NаОН, 10%-ный раствор соляной кислоты в капельнице, ацетат меди. Конические колбы с обратным холодильником, водяные бани, штативы с пробирками, пипетки на 1 мл, конические колбочки, цветные карандаши.
Литература: 1, с. 63-66
1 Какава роль хлорофилла в процессе фотосинтеза?
2 Какава роль каратиноидов в процессе фотосинтеза?
3 Каков механизм приобразавания энергии света в химическую энергию?
жит контролем. По положению темных полос в опытном спектре определяют какие лучи поглощаются исследуемым пигментом.
Цель работы: познакомиться с оптическими свойствами пигмен-
Определение спектра поглощения хлорофилла. Спектроскоп установить по отношению к свету так, чтобы все области спектра имели одинаковую яркость. В спектрофотометрическую кювету налить спиртовую вытяжку хлорофилла, поместить ее перед щелью спектроскопа и определить положение темных полос, которые соответствуют лучам, поглощаемым хлорофиллом.
Ширина полос зависит от концентрации пигмента или толщины слоя его раствора. Для наблюдения спектров поглощения растворов с разной концентрацией хлорофилла разбавить вытяжку спиртом в отношениях 1:1, 1:3, 1:5 и т.д. и исследовать оптические свойства полученных растворов. Из сравнения спектров поглощения растворов различной концентрации выясняем, что наиболее сильное поглощение происходит в красных лучах (самая концентрированная вытяжка). По окончании опыта сделать заключение о зависимости спектра поглощения хлорофилла от его концентрации и объяснить установленный факт.
Спектр поглощения каротина и ксантофилла. Для получения спектра поглощения каротиноидов пипеткой осторожно взять бензиновый раствор, в который перешли каротин и ксантофилл после омыления хлорофилла, перенести его в кювету и поместить перед щелью спектроскопа. Рассмотреть спектр поглощения и сравнить его со спектром поглощения хлорофилла. Зарисовать оба спектра.
Флуоресценция хлорофилла. Флуоресценция – испускание возбужденной молекулой хлорофилла света. Суть ее состоит в следующем. При комнатной температуре и в темноте молекула хлорофилла находится в основном состоянии, т.е. энергия ее соответствует нижнему синглетному уровню (So).: Поглощение кванта света сопровождается переходом одного из π-электронов на более высокий энергетический уровень. В результате возникает синглетное электронно-возбужденное состояние молекулы. Синглетным называется такое возбужденное состояние, при котором переход электрона на более высокий энергетический уровень не сопровождается изменением знака спина. В спектрах поглощения ему соответствует одна линия. Если при этом поглощается квант красного света, то электрон переходит на первый синглетный уровень (S1 ) с энергией 1,7 эв и временем жизни 10–8 –10–9 с. В случае захвата кванта синего света электрон оказывается на втором синглетном уровне (S2 ) с энергией 2,9 эв, а время жизни такого состояния уменьшается до 10–12 –10–13 с. Однако независимо от того, в какое элек-
тронно-возбужденное состояние молекула была переведена поглощенным квантом, она, в конечном счете, переходит на низший колебательный подуровень первого синглетного возбужденного состояния (S1 ). Энергия этого состояния может использоваться на осуществление фотохимических процессов, мигрировать от одной молекулы хлорофилла к другой, растрачиваться в виде тепла или флуоресцентного излучения.
Таким образом, независимо от длины возбуждающего света хлорофилл флуоресцирует только в красной части спектра. Уменьшение энергии кванта, излученного возбужденной молекулой, по сравнению с энергией поглощенного кванта получило название стоксового сдвига. Флуоресцируют только хлорофилл «а» и хлорофилл «b»; каротиноиды не обладают этой способностью. В живом листе основным флуоресцирующим пигментом является хлорофилл «а». При этом в листьях флуоресценция выражена гораздо слабее, чем в растворе, так как часть поглощенной энергии используется на сенсибилизирование фотохимических реакций. Поэтому возрастание интенсивности фотосинтеза, как правило, влечет за собой ослабление флуоресценции. Флуоресценция не только дает ценные сведения об использовании энергии в фотохимических процессах, но и является важной характеристикой взаимодействия молекул различных пигментов в ламеллах тилакоидов хлоропласта, миграции энергии в фотосистемах и т.д.
Ход работы . Для определения флуоресценции спиртовую вытяжку пигментов или раствор хлорофилла в бензине, полученный при разделении пигментов по Краусу, поместить на темную бумагу у
Рис.10. Рассмотрение спиртовой вытяжки хлорофилла:
А – в отраженных лучах; Б – в проходящих лучах; а – источник света; б – пробирка с вытяжкой; в – глаз; г – падающие лучи; д, е
– отраженные лучи; ж – лучи, прошедшие через хлорофилл
источника освещения и рассмотреть в отраженном свете (рис. 10). Вытяжка хлорофилла будет темно-красного цвета.
Флуоресценцию можно наблюдать и в живом листе. Для этого берут элодею канадскую (Elodea canadensis Michx.), помещают объект на предметный столик микроскопа и освещают синефиолетовыми лучами, под действием которых зеленые пластиды начинают светиться красным светом.
Материалы и оборудование: 1) спиртовая вытяжка пигментов листа; 2) раствор каротина и ксантофилла (бензиновый слой, полученный после омыления хлорофилла); 3) пипетки на 1 мл; 4) кюветы; 5) спектроскопы.
3.3. Разделение пигментов методом бумажной хроматографии
Предлагаемый метод позволяет частично разделить на бумаге пигменты пластид. Полное разделение пигментов можно получить с помощью специальной хроматографической бумаги при использовании нескольких растворителей.
В настоящей работе разделение пигментов основано на различном продвижении их с растворителем, что обусловлено различной адсорбирующей способностью пигментов на бумаге и частично разной растворимостью их в бензине.
Цель работы: провести полное разделение смеси пигментов на отдельные компоненты, применяя двумерную хроматограмму.
Ход работы: 1. Приготовить ацетоновую вытяжку из свежих листьев растений. Навеска растительного материала должна составлять 2-3 г, объем ацетоновой вытяжки пигментов – 25 мл (100%-й ацетон).
2. Из хроматографической бумаги вырезать полоску шириной 1,5- 2,0 см и длиной 20 см. Держа бумажную полоску вертикально, кончик
ее опустить на несколько секунд в вытяжку пигментов, налитую в бюкс или фарфоровую чашку. При кратковременном погружении вытяжка поднимается по бумаге на 1,0-1,5 см (стартовая линия). Затем бумагу высушивают в токе воздуха и снова погружают в раствор пигментов. Эту операцию проводят 5-7 раз.
3. После этого нижний конец бумажной полоски на несколько секунд опустить в чистый ацетон, чтобы все пигменты поднялись на 1,0- 1,5 см. Таким образом, на хроматографической бумаге получают окрашенную зону (в виде зеленой полоски), где сконцентрирована смесь пигментов, которая должна быть разделена.
4. Хорошо высушив полоску бумаги в токе воздуха (до исчезновения запаха ацетона), помещают ее в строго вертикальном положении в цилиндр, на дно которого налит бензин с точкой кипения 80-1200 С, так чтобы растворитель не касался зоны пигментов. Цилиндр герметически закрывают хорошо подобранной пробкой. Через 15 мин растворитель поднимается на 10-12 см. Смесь пигментов при этом разделяется на от-
дельные компоненты в виде по-
лос, которые располагаются в |
|||||
следующем | порядке: первый |
||||
снизу хлорофилл «b», над ним |
|||||
хлорофилл «а», затем ксанто- |
|||||
передвигается |
|||||
с фронтом | растворителя |
||||
быстрее других компонентов, и |
|||||
зона его на бумаге располагается |
|||||
Рис. 11. Распределение пигментов | других пигментов |
||||
(рис. 11). Сделать рисунок. |
|||||
на бумаге |
|||||
Материалы и оборудование: 1) листья растений; 2) ацетон; 3) бензин; 4) вазелин; 5) бюксы или фарфоровые чашки; 6) фарфоровые ступки с пестиками; 7) воронки; 8) стеклянные палочки; 9) фильтры бумажные; 10) полоски хроматографической бумаги; 11) высокие стаканы или цилиндры; 12) ножницы.
3.4. Определение содержания каротина в корнеплодах моркови
Для выполнения этой работы используют фотометрический метод. Он основан на переведении определяемого компонента в растворе в соединение, поглощающее свет, и измерении светопоглощения полученным соединением.
Если на кювету с окрашенным раствором направить световой поток, то часть его будет поглощена, а другая пройдет через раствор. По-
глощение будет зависеть от количества молекул, встретившихся на пути светового потока.
При работе нужно выбрать тот светофильтр, который пропускал бы лучи, поглощаемые раствором: максимум пропускания светофильтра должен совпадать с максимумом поглощения раствора. Светофильтры на ФЭКе установлены с разной длиной волны в области максимума пропускания. Для измерения их подбирают по принципу дополнительного цвета: при работе с желтоокрашенным соединением – синий, с синим соединением – красный и т.д.
Кюветы характеризуются рабочей длиной (расстояние между гранями, которое указывается на стенке, обращенной к проходящему свету): 5, 10, 20, 30, 50 мм. При анализе слабоокрашенных растворов берут кюветы с большей рабочей длиной, сильноокрашенных – с меньшей. Стремятся, чтобы отсчеты получались по шкале оптической плотности не более 0,8.
Цель работы: определить количество каротина в корнеплодах моркови.
Ход работы : 1. Навеску моркови (1 г) мелко нарезать и растереть в ступке с песком и 0,3 г СаО (для отнятия во ды) до однородной массы. В ступку добавить небольшими порциями растворитель
– ацетон и продолжить растирание. Полученный экстракт слить в мерную колбу на 25 мл. По окончании экстракции колбу долить растворителем до метки. Если раствор каротина получился мутный, его фильтруют.
2. В качестве стандарта используют раствор азобензола (он соответствует 0,00235 г каротина на 1 мл раствора).
3. После получения опытного и стандартного растворов приступить к их колориметрированию. Для этого в одну кювету наливают опытный раствор, в другую – стандартный раствор и колориметрируют на ФЭКе при синем светофильтре. Расчет производят по формуле:
(К Д1 | V 100) | |||
где X – количество каротина в мг на 100 г моркови;
К – количество каротина для стандарта (0,00235 г); V – объем раствора в мл (25 мл);
Д1 – оптическая плотность для раствора каротина; Д2 – оптическая плотность для стандарта.
4. Определяют суточную потребность человека в моркови, исходя из нормы 5 мг каротина в сутки.
Материалы и оборудование: 1) корнеплод моркови; 2) ацетон; 3) раствор азобензола; 4) колбы на 25 мл; 5) фарфоровые ступки с пестиками; 6)
фильтры; 7) воронки; 8) фотоэлектроколориметр с кюветами; 9) стеклянные палочки.
3.5. Определение интенсивности фотосинтеза методом ассимиляционной колбы (по Л.А. Иванову и Н.Л. Коссович)
Метод основан на определении количества диоксида углерода, поглощенного листьями при фотосинтезе. Побег или отдельный лист помещают в перевернутую вверх дном стеклянную колбу (рис. 12) и выставляют на свет на 15-20 минут. Часть содержащегося в колбе диоксида углерода потребляется в процессе фотосинтеза. Затем связывают не поглощенную листьями СО2 , наливая в колбу некоторый избыток раствора щелочи. После чего оставшуюся щелочь титруют соляной или щавелевой кислотой. То же самое проделывают с контрольной колбой (без растения) и сопоставляют результаты титрования.
Рис. 12. Прибор Л.А. Иванова и Н.Л. Коссович для определения интенсивности фотосинтеза: а – колба; б – стержень с листом; в – пробка
Если опытная и контрольная колбы имеют равный объем и если в обе колбы налито одинаковое количество раствора Ва(ОН)2 , то количество поглощенного растением диоксида углерода будет прямо пропорционально разности результатов титрования содержимого этих колб. Для того чтобы установить, какому количеству СО2 соответствует 1 мл используемой для титрования кислоты, сопоставим реакции, в которые вступает прилитая в колбу щелочь:
Ва(ОН)2 + СО2 = ВаСО3 ↓ + Н2 О,
Ва(ОН)2 + 2HCI = ВaCI2 + 2Н2 О.
1М HCl соответствует 0,5М СО2 , т.е. 44: 2 = 22 г СО2 . При концентрации 0,025Н HCI в 1 мл этого раствора содержится
0,000025М HCI, что эквивалентно 22×0,000025=0,00055 г или 0,55 мг СО2 . Данный метод дает достаточно точные результаты лишь в
том случае, если все операции по открыванию и закрыванию колб проводить, не прикасаясь к стеклу руками (в противном случае воздух, расширяясь при нагревании, будет частично выходить из колб).
Цель работы: определить интенсивность фотосинтеза растений.Ход работы : 1. Взять две одинаковые колбы и выдержать их в
одинаковых условиях открытыми в течение 10-20 минут для заполнения воздухом. Затем одновременно вставить в них пробки с отверстиями, закрытыми стеклянными пробками (№1), не допуская нагревания колб прикосновением рук.
2. Срезать лист или побег растения, обновить срез бритвой под водой и поставить в заполненную водой (воду берут кипяченую, чтобы не было пузырьков воздуха) пробирку, прикрепленную к палочке, вставленной в пробку (№2).
3. Быстрым, но спокойным движением вынуть из колбы пробку №1 и вставить пробку №2 (с растением).
4. Выставить колбу на свет и отметить время начала опыта. Во время опыта следить за температурой внутри колбы и в случае перегрева охлаждать колбу водой. Особенно важно, чтобы в конце опыта температура была такой же, как и вначале, иначе воздух может войти
в колбу или выйти из нее. Продолжительность опыта должна быть такой, чтобы листья успели поглотить не бо лее 25% содержащего-
ся в колбе СО2 . При хорошем освещении для колбы вместимостью 1 л экспозиция не должна превышать 5 минут, для более крупных колб
– 15-20 минут.
5. По окончании опыта извлечь из колбы растение и быстро закрыть ее пробкой № 1, отметив время. Контрольную колбу также приоткрыть на несколько секунд. Налить в колбы через отверстие в пробке по 25 мл
0,025Н раствора Ва(ОН)2 и по 2-3 капли фенолфталеина и немедленно закрыть отверстие пробкой.
Таблица 8 |
|||||||||
Интенсивность фотосинтеза | |||||||||
Расход HCl, мл | Интенсив- |
||||||||
прилитого | |||||||||
фотосинте- |
|||||||||
дм2 | Ва(ОН)2 , | за, мгСО2 / |
|||||||
6. Для увеличения поверхности соприкосновения Ва(ОН) 2 с воздухом, осторожно смачивать этим раствором стенки колб и в
течение 3 минут периодически взбалтывать, после чего через отверстие в пробке проводят титрование 0,025Н раствором соляной кислоты до исчезновения розового окрашивания.
7. Определить площадь листа методом квадратов. Результаты за-
писать в таблицу 8. | ||||
Интенсивность фотосинтеза J ф (мл СО2 /г | час) вычисляют по |
|||
(А В )К | ||||
где А – количество HCI, пошедшее на титрование барита в опытной колбе, мл;
В – количество HCI, пошедшее на титрование барита в контрольной колбе, мл;
К – поправка к титру HCI;
0,55 – число мг СО2 , соответствующее 1 мл 0,025Н НС1; S – площадь листьев, дм2 ;
t – экспозиция, мин;
60 – коэффициент перевода минут в часы.
Материалы и оборудование: 1) листья или побеги растений; 2) 0,025Н раствор Ва(ОН)2 ; 3) 0,025Н раствор HCI; 4) фенолфталеин; 5) конические колбы емкостью 1 л (2 шт.); 6) бумага; 7) резиновые пробки (3 шт.); 8) две пробки с отверстием, закрытым стеклянной пробкой, в третью пробку вставлена стеклянная или металлическая палочка с привязанной к ней маленькой пробиркой и термометром; 9) штатив для установки колбы в перевернутом положении; 10) электрическая лампа 200-300 Вт; 11) ножницы; 12) бумага; 13) весы с разновесами.
Контрольные вопросы
1. Космическая роль зеленых растений. Значение работ К.А. Тимирязева.
2. Пигменты фотосинтезирующих растений. Методы разделения пигментов.
3. Химические и оптические свойства пигментов.
4. Физико-химические свойства молекулы хлорофилла. Флуоресценция хлорофилла.
5. Световая стадия фотосинтеза. Фотосинтетическое фосфорилирование.
6. Темновая стадия фотосинтеза. Цикл Кальвина, цикл ХетчаСлэка, фотосинтез по типу толстянковых.
7. Интенсивность фотосинтеза, фотодыхание.
8. Влияние экологических факторов на интенсивность фотосинте-
4. ДЫХАНИЕ РАСТЕНИЙ
История развития учения о дыхании. Теория окисления и восстановления: А.Н. Баха, В.И. Палладина, Г. Виланда, О. Варбурга, С.П. Костычева и др. Классификация ферментных систем дыхания. Строение ферментов. Действие активаторов и ингибиторов. Характеристика дегидрогеназ, оксидоредуктаз, оксидаз. Механизмы действия каталазы, пероксидазы, цитохромоксидазы и полифенолоксидазы.
Физиологическая роль дыхания. Специфика дыхания у растений. Митохондрии. Их структура и функции.
Пути окисления органических веществ в клетке. Унификация суб-
стратов дыхания. Механизм активации дыхательных субстратов, пути их включения в процессы биологического окисления. Основные пути диссимиляции углеводов. Пентозомонофосфатный путь окисления глюкозы. Гликолитический путь окисления (гликолиз), основные стадии. Цикл Г. Кребса, последовательность протекания реакции. Глиоксилатный цикл.
Электрон-транспортная цепь митохондрий: структурная организация, основные компоненты, их окислительно-восстановительные потенциалы. Комплексы переносчиков электронов. Альтернативность каталитических механизмов биологического окисления (цианид-резистентное дыхание). Внемитохондриальные окислительные системы.
Окислительное фосфорилирование. Энергетика дыхания: фосфаты и тиоэфиры. Единство элементарных энергетических процессов в живой природе. Фосфорилирование на уровне субстрата (субстратное) и фосфорилирование в дыхательной цепи (коферментное). Теории окислительного фосфорилирования: химическая, механо-химическая (теория Бойера), хемиосмотическая (теория Митчела). Основные положения хемиосмотической теории сопряжения Митчела. Мембрана как структурная основа биоэнергетических процессов. Трансформация энергии на сопрягающих мембранах. Электрохимический потенциал – движущая сила фосфорилирования. Регуляция электронного транспорта и фосфорилирования. Разобщение дыхания и фосфорилирования. Влияние на этот процесс факторов среды.
Дыхание как центральное звено обмена веществ. Значение дыхания в конструктивном метаболизме клетки и его связь с другими функциями клетки.
Количественные показатели газообмена (поглощение кислорода, выделение углекислоты, дыхательный коэффициент и др.). Эффект Л. Пастера.
Регуляция дыхания. Экология дыхания. Зависимость дыхания от внешних и внутренних факторов.
4.1. Газометрическое определение каталазы
Многие окислительно-восстановительные процессы в растительных тканях идут с участием ферментов.
Метод определения активности фермента основан на способности каталазы разлагать перекись водорода с выделением газообразного кислорода. Поскольку количество перекиси водорода, подвергнувшейся разложению, зависит от активности фермента, оказывается возможным по количеству кислорода и скорости его выделения судить об активности каталазы.
2Н2 О2 → 2Н2 О + О2 .
Цель работы: определение активности фермента каталазы в растительном материале.
Ход работы : 1. Взять навеску листьев или частей растения массой 4 г, добавить 0,2 г мела (для придания щелочной реакции), щепотку песку и тщательно растереть в ступке с небольшим количеством дистиллированной воды. Растертую массу по воронке перенести в мерную колбу на 100 мл и довести ди-
стиллированной водой до метки. 2. Колбу с растительным экс-
трактом оставить стоять на 15 минут. В это время приготовить все части прибора каталазиметра (рис. 13) для определения активности каталазы и проверить его герметичность.
3. По истечении 15 минут, из колбы с помощью мерной пипетки взять 10 мл экстракта вместе со взвесью и перенести в одно отделение реакционного сосуда (каталазника). В другое отделение со-
Рис. 13. Каталазиметр суда поместить 5 мл перекиси водорода. Реакционный сосуд
подсоединить к остальной части прибора каталазиметра.
)
. Пост очень длинный.
Надеюсь, вы запаслись необходимыми ингредиентами? Сегодня мы будем извлекать хлорофилл. В разных книгах и фильмах о магических лабораториях, обязательно есть сосуд заполненный светящейся зеленой жидкостью, над которой дымится сизоватый туман...
На самом деле это не столь далекая от реальности волшебная картинка. Но не буду забегать вперед.
Получение хлорофилла и изучение его свойств
Цель:
извлечение хлорофилла из зеленых растений для изучения его свойств.
Материалы и оборудование :
2-3 листочка комнатного растения (герани, традесканция, подойдут и другие зеленые растения, но избегайте брать ядовитые, например, алоказию). Листья нужно брать темно-зеленые, с большим содержанием хлорофилла.
15 мл медицинского спирта (в идеале 95%, но сгодится и 70%, тогда немного увеличим спиртовой объем). Если вы решите делать опыт 3, то есть смысл сделать экстракта побольше.
Мел - небольшой кусочек.
Фарфоровая посуда с фарфоровым пестиком, ложкой (в идеале фарфоровая ступка с пестиком)
Маленькая воронка, для процеживания.
Фильтровальная бумага (можно попробовать заменить плотной салфеткой
)
Пробирки и небольшой стаканчик.
Фонарик.
Черная бумага (для оборачивания пробирки), клей, резиночка или скотч для закрепления.
Ножницы, нож.
Опыт 1. Экстракция хлорофилла
Ход работы:Экстрагирование - это выделение вещества под действием растворителя. Экстракция хлорофилла проводится спиртом, так как именно в нем, зеленый пигмент растворяется. В основе этого волшебства лежит обыкновенная диффузия.
1. Измельчите листья с помощью ножниц (или ножа), поместите в фарфоровую ступку и растирайте пестиком. Когда масса станет более или менее кашеобразной, добавьте немного спирта, продолжая растирать.
PS: в идеале для лучшего перетирания добавляют крошку стекла, но мы обойдемся и без нее.
У меня нет фарфорового пестика, вместо него я использую фарфоровую солонку. Очень удобно в обращении, как оказалось.
2. Добавьте в массу меловую крошку (маленькую щепотку). Это необходимо, чтобы нейтрализовать кислотность клеточного сока, выходящего из вакуолей. Кислоты клеточного сока обладают способностью разрушать хлорофилл, тогда вытяжка становится непригодной для опытов. А мел исправляет ситуацию.
3. Продолжая растирать кашицу, добавьте постепенно оставшийся спирт. Должен получиться изумрудный цвет жидкости.
4. Процеживаем через воронку с фильтром. Будет очень хорошо если у вас найдется настоящая фильтровальная бумага. Если ее нет, но можно воспользоваться промокашкой (жаль их перестали добавлять в тетради), или плотными салфетками, слоем ваты от ватного диска. Вата поглотит много жидкости. Поэтому, если станете ее использовать, то стоит сделать экстракта побольше. На рисунке ниже показано как правильно сложить фильтр для процесса из промокашки.
Внимание! Когда будете прикладывать фильтр в воронку, не используйте воду, для того, чтобы бумага прилипла к воронке, иначе опыт может не получиться.
Фильтруем в стаканчик. Это займет какое-то время, минут пять или больше. Чтобы как-то занять ребенка в процессе ожидания, можно поиграть в слова, которые любят зеленый цвет. Но вот фильтрация завершилась.
Поздравляю, вы получили фильтрат. Наш фильтрат называется "вытяжка хлорофилла" или его спиртовой экстракт.
Опыт 2. Какого цвета вытяжка хлорофилла?
"Что за странный вопрос!" - возмутитесь вы. Конечно, зеленого! А вот так ли это на самом деле? Будем разбираться.Ход работы:
1. Поднесем полученный экстракт к черной бумаге напротив окна. Что наблюдаете?
Красивый, правда? Кажется, будто светится изнутри. На самом деле он и правда светится! Это явление флуоресценции - то есть свечение веществ при поглощении ими света. Так вот, вытяжка хлорофилла - флуоресцентный раствор! Удивительно, но кажется, мы с вами раскрыли тайну необычного наполнения алхимической бутылочки со светящимся магическим раствором! Разве не чудо?
2. А теперь ответим на вопрос почему же не стоило смачивать водой фильтр, и почему в опыте используют именно спирт, а не водку. Что будет если мы добавим водички? Отлейте в пробирку немножко полученного экстракта и прибавьте к ней воды, около четверти от объема экстракта. Что наблюдаете?
Стоит добавить водицы, как раствор мутнеет, и больше не светится.
Если же мы прибавим к небольшому количестве экстракта сока лимона (или уксус), то раствор станет болотно-желтый, а если бы мы использовали сильную концентрированную кислоту, то он стал бы бурым. Это происходит потому, что магний, что стоит в центре молекулы хлорофилла, вытесняется водородом из кислоты и вместо хлорофилла формируется феофитин.
А оставшийся экстракт мы применим для изучения свойств флуоресценции. Хочу предупредить, что данный опыт может не получиться, если экстракта мало. Объем необходимый для опыта не менее 10 мл экстракта.
Опыт 3. Флуоресценция хлорофилла
Ход работы:1. Обернем пробирку трубкой из черной бумаги, чтобы свет не попадал с боков на вытяжку.
3. Добавим совсем немного, 1 мл вытяжки в пробирку. Отметим цвет.
4. Добавим еще 2 мл вытяжки к раствору в пробирке. Изменился ли цвет?
Вскоре вы увидите, что цвет из изумрудно-зеленого становится жестче, ближе к холодной синеватой нотке.
5. Еще немного вытяжки добавьте. Отмечайте как изменяется цвет раствора в пробирке, если смотреть на него сверху.
6. Когда вы добавите достаточно много экстракта, то не поверите своим глазам! Раствор станет красноватым, я бы даже его охарактеризовала как черно-красный.... На фотографии цвет искажается.
Чтобы добиться лучшего эффекта, поэкспериментируйте с расстоянием до источника света. Если лампа слишком мощная, то свет будет прошивать пробирку насквозь и эффект будет не заметен.
Объяснение опыта лежит в особенностях поглощения световой волны хлорофилла. Наивысшая степень поглощения света хлорофиллом лежит сине-фиолетовой зоне спектра, с длиной волны 430-460 нм. Второй пик наблюдается в зоне красных лучей (660-650 нм). В зоне оранжевого, желтого и голубого спектра поглощение очень слабое. А в зоне зеленого - поглощение самое слабое, свет отражается, поэтому нам кажется, что растения зеленые.
Однако, абсолютно не поглощаются лишь дальние красные лучи, расположенные на границе с инфракрасной областью. Так вот, когда концентрация хлорофилла растет в пробирке, или в лесу свет вынужден пробиваться сквозь густые многоярусные кроны, в какой-то момент, мы начинаем различать эти дальние красные лучи и угадываем густой цвет спелой черешни. Вот и ответ на загадку о красном пологе леса!
Опыт 4. Состав хлорофилла
Для этого опыта нам не понадобиться уже ничего делать, все, что остается - это обратить внимание на фильтр. Если вы внимательно присмотритесь к фильтру, то вы увидите, что экстракт хлорофилла растекается по нему неравномерно.
Сине-зеленые разводы сменяются желто-зелеными до желтоватых. Дело в том, что мы с вами, путем наблюдения, установили неоднородность пигмента хлорофилла. У всех высших растений два типа хлорофилла: хлорофилл А будет сине-зеленый, а хлорофилл В - желто-зеленого цвета, а желтые разводы представляют совершенно другие пигменты - каротиноиды. У всех этих пигментов разная способность растворяться и адсорбироваться (оседать, поглощаться) фильтром.
Опыт 5. Магическое зелье
А теперь нальем немного экстракта в фарфоровую посуду, приглушим свет и подожжем, соблюдая все правила ТБ. Гореть, конечно же, будет спирт, но как это эффектно смотрится в сочетании с зеленой вытяжкой хлорофилла....
Если у вас остался флуоресцентный раствор хлорофилла, его можно закупорить в скляночку и хранить как волшебный артефакт.
Вот такая магия биологии зеленого хлорофилла. Однако Фея Зеленкина не прощается с вами.
Продолжение следует....
PS: Информация для тех читателей, которым сложно достать спирт для опытов. Экстрагировать хлорофилл можно еще и бензином.
