¿Por qué las plantas son verdes?
Complejidad:
Peligro:
Haz este experimento en casa.
reactivos
Seguridad
- Antes de comenzar el experimento, póngase guantes y gafas protectoras.
- Haz el experimento en una bandeja.
- Realice el experimento en un área bien ventilada, lejos de fuentes de ignición.
Reglas generales de seguridad
- Evite que los productos químicos entren en contacto con los ojos o la boca.
- No permita que personas sin gafas, así como niños pequeños y animales, ingresen al sitio del experimento.
- Mantenga el kit experimental fuera del alcance de los niños menores de 12 años.
- Lave o limpie todos los equipos y accesorios después de su uso.
- Asegúrese de que todos los recipientes de reactivos estén bien cerrados y almacenados correctamente después de su uso.
- Asegúrese de que todos los recipientes desechables se eliminen correctamente.
- Utilice únicamente el equipo y los reactivos suministrados en el kit o recomendados en las instrucciones actuales.
- Si ha utilizado un recipiente de comida o utensilios de experimentación, deséchelos inmediatamente. Ya no son adecuados para el almacenamiento de alimentos.
Información de primeros auxilios
- Si los reactivos entran en contacto con los ojos, enjuague bien los ojos con agua, manteniéndolos abiertos si es necesario. Busque atención médica inmediata.
- Si se ingiere, enjuague la boca con agua, beba un poco de agua limpia. No inducir el vómito. Busque atención médica inmediata.
- En caso de inhalación de reactivos, lleve a la víctima al aire libre.
- En caso de contacto con la piel o quemaduras, enjuague el área afectada con abundante agua durante 10 minutos o más.
- En caso de duda, consulte a un médico inmediatamente. Lleve un reactivo químico y un recipiente con usted.
- En caso de lesión, consulte siempre a un médico.
- El uso inadecuado de productos químicos puede causar lesiones y daños a la salud. Realice únicamente los experimentos especificados en las instrucciones.
- Este conjunto de experimentos está destinado únicamente a niños de 12 años de edad y mayores.
- Las habilidades de los niños difieren significativamente incluso dentro de un mismo grupo de edad. Por lo tanto, los padres que realizan experimentos con sus hijos deben decidir a su propia discreción qué experimentos son adecuados para sus hijos y cuáles serán seguros para ellos.
- Los padres deben discutir las reglas de seguridad con su hijo o hijos antes de experimentar. Se debe prestar especial atención a la manipulación segura de ácidos, álcalis y líquidos inflamables.
- Antes de comenzar los experimentos, despeje el lugar de los experimentos de objetos que puedan interferir con usted. Debe evitarse el almacenamiento de alimentos cerca del sitio de prueba. El sitio de prueba debe estar bien ventilado y cerca de un grifo u otra fuente de agua. Para los experimentos, necesita una mesa estable.
- Las sustancias en envases desechables deben usarse por completo o desecharse después de un experimento, es decir, después de abrir el paquete.
Preguntas más frecuentes
¿Dónde puedo conseguir una solución de alcohol (etanol) al 96 %?
El alcohol se puede comprar en una farmacia u obtener por un método de laboratorio. Para hacer esto, necesitará tres velas y alcohol fuerte o una solución de etanol al 40-60%. El resto lo encontrarás en la caja de Química Vegetal y en el kit de inicio.
- Inserte el adaptador de metal en el tapón de un solo orificio.
- Coloque un tubo de silicona en el adaptador.
- Inserte un embudo en el matraz y vierta 40 ml de alcohol fuerte o una solución de etanol al 40-60%.
- Tape el matraz.
- Vierta agua fría en un vaso de vidrio (hasta la mitad). Deja caer el tubo de ensayo en el vaso de precipitados.
- Coloque tres velas en el quemador y enciéndalas. Cubra el quemador con un esparcidor de llama.
- Coloque el matraz en el difusor de llama. Baje el extremo libre del tubo en el tubo de ensayo. Espere hasta que el tubo esté lleno en dos tercios de líquido.
- Apaga las velas.
- Vierta el líquido del tubo de ensayo en un vaso con hojas verdes trituradas y continúe el experimento siguiendo las instrucciones.
Otros experimentos
Instrucciones paso a paso
La clorofila es la sustancia que da a las hojas su color verde. Es prácticamente insoluble en agua, pero soluble en muchos disolventes orgánicos, como el alcohol etílico.
Cuando se haya disuelto suficiente clorofila en el alcohol, tome dos muestras de la solución.
Hay un ion de magnesio Mg 2+ (verde) en la molécula de clorofila. En presencia de un ácido, "sale" fácilmente de la molécula. Se forma feofitina, un compuesto con un color menos brillante y saturado.
El lugar liberado del magnesio puede ser ocupado fácilmente por el ion cobre Cu 2+ (marrón) de la sal de cobre CuSO 4 . El complejo de cobre de feofitina resultante es similar en color a la clorofila.
El complejo de cobre de la feofitina es más estable que la clorofila. Si deja ambas muestras a la luz, la clorofila se desvanecerá y la diferencia entre las sustancias será claramente visible.
Disposición
Deseche los desechos sólidos del experimento con los desechos domésticos. Drene las soluciones en el fregadero y luego enjuague bien con agua.
Qué pasó
¿Por qué usamos solvente?
El alcohol ayuda a extraer la clorofila de las hojas trituradas. La molécula de clorofila tiene una larga cola hidrófoba ("temerosa del agua") que evita que la sustancia se disuelva en agua. Pero en alcohol (o, por ejemplo, en acetona), la solubilidad de la clorofila ya es bastante alta.
Aprender más
La clorofila también se disuelve en las grasas. Debido a esto, algunos aceites vegetales, como el de colza y el de oliva, suelen tener un tinte verde pronunciado. Para decolorar tales aceites, se tratan con álcali. Como resultado, la molécula de clorofila pierde su cola hidrofóbica y, con ella, la capacidad de disolverse en grasas.
Mejor que la acetona y el alcohol, la clorofila se disuelve solo en líquidos como la gasolina. Pero la gasolina no puede extraer el pigmento de las hojas con tanta eficacia. El hecho es que en una planta, las moléculas de clorofila están estrechamente asociadas con las moléculas de proteína. Para romper el enlace con la proteína, el solvente debe contener agua que no se mezcle con hidrocarburos (gasolina, queroseno, éter de petróleo).
¿Por qué la solución verde palideció después de agregar ácido cítrico?
El color de la solución se volvió menos saturado porque en un ambiente ácido, los iones de hidrógeno H + reemplazaron a los iones de magnesio Mg 2+ y la clorofila se convirtió en feofitina. En comparación con la sustancia original, la feofitina tiene un color más oscuro, pero al mismo tiempo menos brillante.
Aprender más
La feofitinización es un fenómeno muy común. Esta terrible palabra se llama el proceso de decoloración de la clorofila debido a la pérdida de iones de magnesio Mg 2+ en presencia de ácidos. Debes haber notado que las verduras verdes frescas tienden a oscurecerse cuando se cocinan. El efecto de la feofitinización es especialmente evidente al encurtir pepinos: después de agregar la marinada, la piel verde brillante de la fruta se vuelve marrón.
¿Qué sucede cuando se agrega CuSO 4?
Cuando añadimos una solución de sulfato de cobre CuSO 4 , aparecen iones de cobre Cu 2+ en el tubo de ensayo. Ocupan un lugar en la molécula de clorofila, de la que previamente se desplazó el magnesio Mg 2+. El complejo de clorofila con cobre tiene un color verde brillante, por lo que la solución vuelve a adquirir un color verde pronunciado. Incluso después de unos días, cuando la clorofila que contiene magnesio ya ha tenido tiempo de colapsar, el color de la solución del complejo de clorofila de cobre permanece saturado.
Aprender más
El producto de la interacción de una solución de feofitina con iones de cobre Cu 2+ tiene un nombre duro: "complejo de clorofila de cobre". Esta sustancia está registrada bajo el código E141 como colorante alimentario aprobado. Tal sustancia puede usarse solo en dosis estrictamente limitadas, porque el cobre que contiene es un metal pesado que es peligroso para la salud en cantidades de más de 5 mg por día. La Administración de Drogas y Alimentos de los EE. UU. (FDA) permite el uso de E141 en alimentos exclusivamente para colorear mezclas secas en la fabricación de bebidas a base de cítricos. En este caso, la proporción del colorante no debe ser superior al 0,2% en peso del producto seco. En Europa, Rusia y la mayoría de los países de Asia, África y América del Sur, se permite el uso del complejo de clorofila cúprica en la producción de productos de confitería, conservas vegetales, productos cosméticos y medicamentos.
¿Qué otros metales pueden reemplazar al magnesio en la clorofila?
No solo el cobre Cu 2+ puede restaurar el color de una solución de clorofila acidificada. Las sales de zinc Zn 2+ y mercurio Hg 2+ también forman compuestos de color verde con clorofila. Sin embargo, las reacciones con estos iones son mucho más lentas y requieren condiciones especiales, y el color de los complejos con clorofila no está tan saturado como con el cobre. También vale la pena recordar que las sales de mercurio son extremadamente tóxicas y no están destinadas para experimentos domésticos.
¿Por qué la solución de clorofila se puso pálida?
Con el tiempo, la oxidación fotoquímica se produce en una solución del complejo de clorofila de magnesio. Debido a esto, la solución pierde su color saturado. El complejo de cobre de la clorofila es mucho más estable que su predecesor natural. No se oxida tan rápido y, por lo tanto, su solución conserva su color por más tiempo.
¿Qué hojas de plantas son las más adecuadas para el experimento?
Muchas hojas verdes frescas servirán. Antes de realizar el experimento, asegúrese de que la planta no sea venenosa. Además, no use las hojas de plantas con jugo lechoso (euphorbia, diente de león, ficus favorito de la madre y otros). Para verificar si hay jugo lechoso en la planta, mire la sección de la hoja: las gotitas opacas blancas (a veces amarillas, beige o rojizas) que sobresalen indican que es mejor no tomar dicho material para el experimento. Con hojas jugosas y carnosas (sedum, kalanchoe, tradescantia y otras), la solución se volverá pálida porque la pulpa de la hoja de tales plantas contiene muy poca clorofila.
Trabajo de laboratorio número 7.
Estudio de las propiedades de los pigmentos fotosintéticos
El propósito del trabajo: familiarizarse con los métodos de extracción de pigmentos y sus propiedades químicas.
Tarea 1. Propiedades químicas y ópticas de los pigmentos de las hojas.
En el proceso de fotosíntesis de las plantas superiores, están involucrados dos grupos de pigmentos: verde - clorofilas pero Y B; amarillo - carotenos y xantofilas. Nos familiarizaremos con el método de extracción de pigmentos, separación según el método de Kraus, con las principales propiedades químicas y ópticas de los pigmentos. El trabajo consta de etapas separadas, que se realizan en la secuencia a continuación.
1. Obtención de una solución alcohólica de pigmentos
Para ello, se pueden utilizar tanto hojas secas como material vegetal fresco. Cuando se trabaja con hojas secas, se recomienda humedecerlas antes de extraer los pigmentos. Cuando se trabaja con materia prima, las hojas de geranio, guisante y frijol son convenientes.
Para obtener un gran volumen de extracto se utilizan hojas secas de ortiga, que se colocan en un matraz cónico de 200 ml y se escaldan con agua hirviendo, luego se escurre el agua. Se vierten en el matraz 100 ml de alcohol etílico, se tapa con un tapón a reflujo y se coloca durante 5 minutos en un baño de agua hirviendo para extraer los pigmentos. Luego se enfría el contenido del matraz y se decanta cuidadosamente la solución a través de un embudo con papel de filtro plegado. La solución filtrada se utiliza en experimentos posteriores. Guarde las soluciones de pigmentos en la oscuridad en el refrigerador.
Proceso de trabajo : Coloque 1-2 g de hojas de geranio en un mortero de porcelana, agregue un poco de arena de cuarzo (para una mejor trituración de los tejidos vegetales) y una pizca de tiza (para crear un medio neutro o ligeramente alcalino). Triture las hojas hasta obtener una masa homogénea, a la que agregue 10–15 ml de etanol al 96%. Después de mezclar bien, filtre el homogeneizado en un tubo de ensayo a través de un filtro de papel con una cinta blanca. Para que el líquido no fluya por la pared al verter el mortero, coloque una varilla de vidrio en la punta del mortero, lubricada por fuera con vaselina. El mortero y la maja se pueden enjuagar con unos mililitros de etanol, que se debe vaciar en el mismo filtro. El trabajo es de naturaleza cualitativa; por lo tanto, es posible que no se logre la transferencia completa de los pigmentos a la solución. Si las primeras porciones del filtrado resultaron turbias, se deben filtrar nuevamente sin cambiar el filtro. El extracto verde resultante es adecuado para experimentos posteriores.
2. Separación de pigmentos según el método de Kraus
El método se basa en la diferente solubilidad de los pigmentos en alcohol y gasolina, que al escurrirlos no se mezclan, formando dos capas: la capa superior es gasolina; inferior - alcohol. Fórmula empírica de la clorofila a- C 55 H 72 O 5 N 4 Mg, clorofila B- C 55 H 70 O 6 N 4 Mg. La clorofila es un éster del ácido dicarboxílico clorofilina y dos alcoholes, metanol y fitol. El fitol tiene una cadena hidrocarbonada larga (C20H39), que determina la hidrofobicidad de la molécula de clorofila. Se disuelve mejor en un solvente hidrofóbico: gasolina. El caroteno, al ser un hidrocarburo (C 40 H 56), también tiene propiedades hidrofóbicas y tiene una gran afinidad por la gasolina. Las xantofilas son alcoholes (C40H56O2), y por lo tanto son más solubles en etanol que en gasolina.
Proceso de trabajo : Vierta 2–3 ml de un extracto alcohólico de pigmentos en un tubo de ensayo y agregue 3–4 ml de gasolina Kalosh (se puede usar éter de petróleo en lugar de gasolina). Agite el tubo y deje que el contenido se asiente. La emulsión se descompone. La gasolina se recoge desde arriba con las clorofilas que han pasado a ella, que tiñen de verde esta capa. El caroteno también se encuentra en la gasolina, pero su color amarillo está enmascarado por la clorofila. La capa inferior de alcohol contiene pigmento de xantofila, que es de color amarillo.
Si la separación de los pigmentos no es lo suficientemente clara, agregue 1 o 2 gotas de agua al tubo de ensayo y agítelo vigorosamente nuevamente. Se debe evitar el exceso de agua ya que la solución puede volverse turbia.
El resultado del trabajo se registra en forma de dibujo.
En conclusión, se debe dar una explicación de la diferente solubilidad de los pigmentos en alcohol y gasolina.
3. Saponificación de clorofila con álcali
Los ésteres son capaces de reaccionar con álcalis (reacción de saponificación), mientras que su molécula se divide en ácido y alcohol. De los pigmentos de las hojas, solo se saponifica la clorofila, de cuya molécula, bajo la influencia de álcali, se separan metanol y fitol:
La sal sódica del ácido clorofilínico formada durante la saponificación conserva un color verde, pero adquiere propiedades hidrófilas y, por tanto, una mayor afinidad por el alcohol. Los pigmentos amarillos bajo la acción del álcali no cambian su naturaleza química.
Proceso de trabajo : agregue 1-2 gotas de solución de NaOH al 20% a un tubo de ensayo con 2-3 ml de extracto de pigmento. Caliente el tubo de ensayo en un baño de agua hasta que la solución hierva en él. Después de enfriar, agregue 2–3 ml de gasolina y 2–3 gotas de agua al tubo de ensayo (para una mejor separación de la mezcla). A continuación, agite vigorosamente el contenido del tubo y déjelo reposar. Deben estar presentes dos capas en el tubo de ensayo: la capa inferior (de alcohol), de color verde; superior (gasolina), pintado de amarillo. La sal de sodio del ácido clorofílico y las xantofilas se disuelven en la capa de alcohol, cuyo color está enmascarado por la clorofila. El caroteno se disuelve en la capa de gasolina.
En conclusión, es necesario explicar la distribución de color en las capas de alcohol y gasolina.
4. Obtención de feofitina y sustitución inversa de hidrógeno por un átomo metálico
La clorofila pertenece a las porfirinas de Mg. La parte principal de su molécula es el núcleo de porfirina, que consta de cuatro anillos de pirrol.
Sus vértices con átomos de nitrógeno se dirigen hacia el centro del núcleo de porfirina e interactúan con el átomo de magnesio, que ocupa una posición central. El magnesio en el núcleo de porfirina no se retiene firmemente y, con una exposición cuidadosa a ácidos fuertes, puede ser reemplazado por dos átomos de hidrógeno.
La clorofila sustituida con hidrógeno se llama feofitina y tiene un color marrón:
El hidrógeno de la feofitina se puede reemplazar nuevamente por un metal si se usan sales de cobre o zinc; esto restaura el color verde del pigmento. Por tanto, el color de la clorofila depende de la presencia de un enlace organometálico en la molécula.
El proceso de feofitinización se observa a menudo en la naturaleza e indica un aumento en la permeabilidad de las membranas vivas, lo que significa daño y muerte celular.
Proceso de trabajo : vierta 2–3 ml de una solución alcohólica de pigmentos en dos tubos de ensayo y agregue una o dos gotas de ácido clorhídrico al 10%. El color verde de la solución se vuelve marrón a medida que se forma la feofitina. Deje un tubo de ensayo para el control, agregue un pequeño cristal de acetato de cobre al segundo y caliente la solución en un baño de agua hasta que hierva. El color marrón de la solución cambiará a verde, ya que se ha producido la formación de un derivado de clorofila de cobre:
Al final del trabajo, haga un dibujo de la separación de pigmentos después de la saponificación de la clorofila.
En conclusión, es necesario explicar el cambio de color.
Tarea 2. Separación de pigmentos fotosintéticos por cromatografía en papel
La separación de pigmentos en esta tarea se basa en la diferente velocidad de su avance con el solvente. Esto se debe a la diferente adsorción de los pigmentos sobre el papel y, en parte, a la diferente solubilidad en la gasolina y la masa de las moléculas. Fórmula empírica de la clorofila a- C 55 H 72 O 5 N 4 Mg, clorofila B- C 55 H 70 O 6 N 4 Mg. El caroteno (C 40 H 56) tiene una gran afinidad por la gasolina. Las xantofilas (C 40 H 56 O 2) se disuelven mejor en etanol que en gasolina.
Proceso de trabajo : prepare un extracto de acetona (o alcohol) de hojas frescas de cualquier planta. El peso del material vegetal debe ser de 2 a 3 g, el volumen del extracto de acetona debe ser de 25 ml (100% de acetona).
Corte una tira de papel cromatográfico de 1,5 a 2,0 cm de ancho y 20 cm de largo. Con una inmersión corta, la campana se eleva sobre el papel de 1 a 1,5 cm.
Luego seque el papel en una corriente de aire y vuelva a sumergirlo en la solución de pigmento. Repita esta operación de 5 a 7 veces hasta que se forme una franja verde brillante en el borde superior. Después de eso, baje el extremo inferior del cromatograma durante unos segundos en acetona pura para que todos los pigmentos suban de 1 a 1,5 cm. Así, se obtiene una zona coloreada en papel en forma de franja verde, donde la mezcla de pigmentos es concentrado, que debe ser separado.
Arroz. 1. Vista del cromatograma con pigmentos separados
Un cromatograma bien seco (hasta que desaparezca el olor a acetona) se coloca en posición estrictamente vertical en una cámara, en el fondo de la cual hay una placa de Petri con un solvente (mezcla de gasolina: benceno - 1:2), de modo que el solvente no toca la zona del pigmento. Cierra la cámara herméticamente. Después de 10 a 15 minutos, el solvente aumentará de 10 a 12 cm, en este caso, la mezcla de pigmentos se separará en componentes separados en forma de bandas dispuestas en el siguiente orden: la primera desde abajo es la clorofila B, encima - clorofila a, luego xantofila (Fig. 1). El caroteno se mueve junto con el frente del solvente más rápido que otros componentes, y su zona en el papel se encuentra por encima de todos los demás pigmentos.
Pegue el cromatograma resultante en un cuaderno, circule las zonas de pigmento con un lápiz y firme.
Objetivo: familiarícese con el orden de trabajo; sacar una conclusión sobre las propiedades químicas de los pigmentos de las hojas.
Información teórica. El sistema de pigmentos del cloroplasto está representado por dos tipos de pigmentos: verde - clorofilas pero Y B y amarillo - carotenoides. El principal pigmento funcional es la clorofila. pero, sirve como donante directo de energía para las reacciones fotosintéticas, los pigmentos restantes solo le transfieren la energía absorbida .
Proceso de trabajo:
Obtención de una solución alcohólica (extracto) de pigmentos. Los pigmentos del tejido vegetal se extraen con disolventes polares (alcohol etílico, acetona), que destruyen el enlace de las clorofilas y las xantofilas con las lipoproteínas plástidas y aseguran su extracción. Las hojas secas se colocan en un matraz cónico de 200 ml y se escaldan con agua hirviendo, luego se escurre el agua. Se vierten en el matraz 100 ml de etanol, se cierra con un tapón de corcho a reflujo y se coloca en un baño de agua hirviendo para extraer los pigmentos. Después de cinco minutos de ebullición, el contenido del matraz se enfría y se vierte cuidadosamente en otro matraz. El extracto se utiliza en experimentos posteriores.
Separación de pigmentos según Kraus. El método se basa en la diferente solubilidad de los pigmentos en alcohol y gasolina. Estos solventes no se mezclan en un recipiente, sino que forman dos fases: la gasolina superior, el alcohol inferior, por lo que se separan los componentes de la mezcla de pigmentos.
Se vierten 2-3 ml de extracto alcohólico de pigmentos y 3-4 ml de gasolina en un tubo de ensayo. Se agita el contenido del tubo de ensayo, se cierra con un tapón o un gran pulidor y se defiende. A medida que la emulsión se descompone, la capa de gasolina se vuelve verde debido a la mejor solubilidad de la clorofila en ella. El caroteno también pasa a la gasolina, pero la clorofila maximiza su color. La xantofila permanece en la capa de alcohol de color amarillo dorado.
Si los pigmentos no se separan, agregue de tres a cuatro gotas de agua y agite nuevamente. Con un exceso de agua, es posible la turbidez de la capa inferior. En este caso, agregue un poco de alcohol etílico y agite el tubo de ensayo.
Haz un dibujo de la distribución de pigmentos y saca conclusiones.
Saponificación de clorofila con álcali. Al tratar la clorofila con álcali, es posible provocar la saponificación de los grupos éster, es decir, escisión de residuos de alcohol metílico y fitol:
La sal resultante del ácido clorofilínico retiene el color verde y las propiedades ópticas de la clorofila, pero se diferencia de ella en una mayor hidrofilia.
Vierta 1 ml de solución de NaOH al 20% en un tubo de ensayo con 2-3 ml de una solución alcohólica de pigmentos y agite. El tubo se coloca en un baño de agua hirviendo. Tan pronto como hierva la solución, se retira el tubo de ensayo y se enfría, luego se agrega un volumen igual de gasolina y unas gotas de agua. El contenido del tubo se agita vigorosamente y se sedimenta. El caroteno y la xantofila pasan a la capa de gasolina, y la sal de sodio del ácido clorofilínico pasa a la capa de alcohol. Dibuje el color de las capas, indicando la distribución de los pigmentos.
Obtención de feofitina y sustitución inversa de hidrógeno por un átomo metálico. El átomo de magnesio se retiene relativamente débilmente en el núcleo de porfirina de la clorofila y, bajo la acción cuidadosa de ácidos fuertes, se reemplaza fácilmente por dos protones para formar feofitina marrón:
Si la feofitina se trata con sales de cobre, zinc o mercurio, en lugar de dos protones, el metal correspondiente ingresa al núcleo y los productos de reacción se vuelven verdes. Sin embargo, el color resultante es algo diferente al color de la clorofila:
Por lo tanto, el color de las clorofilas se debe al enlace organometálico en sus moléculas. La introducción inversa de magnesio en feofitina es muy difícil. Tome 2-3 ml de extracto alcohólico de pigmentos en dos tubos de ensayo y agregue una o dos gotas de solución de ácido clorhídrico al 10%. Cuando se agita, el color verde de la clorofila se vuelve marrón, característico de la feofitina. Se deja un tubo con feositina para el control, y al segundo se le añaden varios cristales de acetato de cobre y se calienta la solución al baño maría hasta que hierva. A medida que la solución se calienta, el color marrón de la solución cambia a verde como resultado de la formación de un derivado de cobre similar a la clorofila.
Dibuje el color de la feofitina y el derivado de cobre de la clorofila.
Equipo: Hojas secas o crudas, alcohol etílico, gasolina , Solución de NaOH al 20%, solución de ácido clorhídrico al 10% en un cuentagotas, acetato de cobre. Matraces cónicos de reflujo, baños María, gradillas para tubos de ensayo, pipetas de 1 ml, matraces cónicos, lápices de colores.
Literatura: 1, pág. 63-66
Preguntas de prueba:
1 ¿Cuál es el papel de la clorofila en la fotosíntesis?
2 ¿Cuál es el papel de los carotenoides en la fotosíntesis?
3 ¿Cuál es el mecanismo para convertir la energía luminosa en energía química?
vive en control. Por la posición de las bandas oscuras en el espectro experimental, se determina qué rayos son absorbidos por el pigmento en estudio.
El propósito del trabajo: familiarizarse con las propiedades ópticas del pigmento.
Determinación del espectro de absorción de la clorofila . Ajuste el espectroscopio en relación con la luz para que todas las regiones del espectro tengan el mismo brillo. Vierta un extracto alcohólico de clorofila en una cubeta espectrofotométrica, colóquela frente a la ranura del espectroscopio y determine la posición de las bandas oscuras que corresponden a los rayos absorbidos por la clorofila.
El ancho de las bandas depende de la concentración del pigmento o del espesor de la capa de su solución. Para observar los espectros de absorción de soluciones con diferentes concentraciones de clorofila, diluya el extracto con alcohol en proporciones de 1:1, 1:3, 1:5, etc. e investigar las propiedades ópticas de las soluciones resultantes. De una comparación de los espectros de absorción de soluciones de diferentes concentraciones, encontramos que la absorción más fuerte ocurre en los rayos rojos (el extracto más concentrado). Al final del experimento, saque una conclusión sobre la dependencia del espectro de absorción de la clorofila con su concentración y explique el hecho establecido.
Espectro de absorción de caroteno y xantofila. Para obtener el espectro de absorción de los carotenoides con una pipeta, tome con cuidado la solución de gasolina en la que han pasado el caroteno y la xantofila después de la saponificación de la clorofila, transfiérala a una cubeta y colóquela frente a la ranura del espectroscopio. Considere el espectro de absorción y compárelo con el espectro de absorción de la clorofila. Dibuja ambos espectros.
Fluorescencia de clorofila. La fluorescencia es la emisión de luz por una molécula de clorofila excitada. Su esencia es la siguiente. A temperatura ambiente y en la oscuridad, la molécula de clorofila se encuentra en estado fundamental, es decir, su energía corresponde al nivel de singlete inferior (So).: La absorción de un cuanto de luz va acompañada de la transición de uno de los electrones π a un nivel de energía superior. Como resultado, surge un estado excitado electrónicamente de singlete de la molécula. Un estado singlete es un estado excitado en el que la transición de un electrón a un nivel de energía superior no va acompañada de un cambio en el signo del espín. En los espectros de absorción, corresponde a una línea. Si en este caso se absorbe un cuanto de luz roja, entonces el electrón pasa al primer nivel singulete (S1) con una energía de 1,7 eV y una vida útil de 10–8–10–9 s. En el caso de capturar un cuanto de luz azul, el electrón se encuentra en el segundo nivel de singlete (S2) con una energía de 2,9 eV, y el tiempo de vida de dicho estado se reduce a 10–12–10–13 s. Sin embargo, independientemente de las elecciones
el estado excitado por tron de la molécula fue transferido por el cuanto absorbido, eventualmente pasa al subnivel vibratorio más bajo del primer estado excitado singulete (S1). La energía de este estado puede utilizarse para realizar procesos fotoquímicos, migrar de una molécula de clorofila a otra, desperdiciarse en forma de calor o radiación fluorescente.
Por lo tanto, independientemente de la longitud de la luz excitante, la clorofila emite fluorescencia solo en la parte roja del espectro. La disminución de la energía de un cuanto emitido por una molécula excitada en comparación con la energía de un cuanto absorbido se denomina desplazamiento de Stokes. Solo la clorofila "a" y la clorofila "b" emiten fluorescencia; los carotenoides no tienen esta capacidad. La clorofila a es el principal pigmento fluorescente de la hoja viva. Al mismo tiempo, la fluorescencia es mucho menos pronunciada en hojas que en solución, ya que parte de la energía absorbida se utiliza para sensibilizar reacciones fotoquímicas. Por lo tanto, un aumento en la intensidad de la fotosíntesis, por regla general, implica una disminución de la fluorescencia. La fluorescencia no solo proporciona información valiosa sobre el uso de la energía en los procesos fotoquímicos, sino que también es una característica importante de la interacción de diferentes moléculas de pigmento en las laminillas de los tilacoides del cloroplasto, la migración de energía en los fotosistemas, etc.
Proceso de trabajo . Para determinar la fluorescencia, se coloca un extracto alcohólico de pigmentos o una solución de clorofila en gasolina, obtenida por separación de pigmentos según Kraus, sobre papel oscuro a
Figura 10. Consideración de un extracto alcohólico de clorofila:
A - en rayos reflejados; B - en rayos transmitidos; a - fuente de luz; b - probeta con extracto; en el ojo; d - rayos incidentes; re, mi
- haces reflejados; g - rayos que han pasado a través de la clorofila
fuente de luz y examinar con luz reflejada (Fig. 10). El extracto de clorofila será de color rojo oscuro.
La fluorescencia también se puede observar en una hoja viva. Para hacer esto, tome elodea canadiense (Elodea canadensis Michx.), Coloque el objeto en la plataforma del microscopio e ilumine con rayos azul-violeta, bajo la influencia de los cuales los plástidos verdes comienzan a brillar con luz roja.
Materiales y equipamiento: 1) extracto alcohólico de pigmentos de hojas; 2) una solución de caroteno y xantofila (capa de gasolina obtenida después de la saponificación de la clorofila); 3) pipetas de 1 ml; 4) cubetas; 5) espectroscopios.
3.3. Separación de pigmentos por cromatografía en papel
El método propuesto permite separar parcialmente pigmentos plástidos sobre papel. La separación completa de los pigmentos se puede obtener con un papel cromatográfico especial utilizando varios disolventes.
En este trabajo, la separación de pigmentos se basa en su diferente avance con un solvente, lo que se debe a la diferente capacidad de adsorción de los pigmentos sobre el papel y, en parte, a su diferente solubilidad en gasolina.
Propósito del trabajo: llevar a cabo una separación completa de una mezcla de pigmentos en componentes individuales utilizando un cromatograma bidimensional.
Progreso del trabajo: 1. Preparar un extracto de acetona a partir de hojas de plantas frescas. El peso del material vegetal debe ser de 2-3 g, el volumen de extracto de acetona de pigmentos debe ser de 25 ml (100% de acetona).
2. Del papel cromatográfico, corte una tira de 1,5-2,0 cm de ancho y 20 cm de largo. Sosteniendo la tira de papel verticalmente, la punta
su baje durante unos segundos en el extracto de pigmentos, vertido en una botella o taza de porcelana. Con una breve inmersión, la campana sube a lo largo del papel por 1,0-1,5 cm (línea de salida). A continuación, el papel se seca en una corriente de aire y se vuelve a sumergir en la solución de pigmento. Esta operación se lleva a cabo 5-7 veces.
3. Después de eso, baje el extremo inferior de la tira de papel durante unos segundos en acetona pura para que todos los pigmentos suban 1,0-1,5 cm. Así, se obtiene una zona coloreada en el papel cromatográfico (en forma de una tira verde) , donde se concentra una mezcla de pigmentos, que se debe dividir.
4. Después de secar bien la tira de papel en una corriente de aire (hasta que desaparezca el olor a acetona), colóquela en una posición estrictamente vertical en un cilindro, en cuyo fondo se vierte gasolina con un punto de ebullición de 80-1200 C, para que el solvente no toque la zona del pigmento. El cilindro está sellado herméticamente con un tapón bien elegido. Después de 15 minutos, el disolvente sube de 10 a 12 cm. La mezcla de pigmentos se divide entonces en
componentes separados en forma de
los, que se encuentran en |
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próximo | orden: primero |
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clorofila "b" debajo, arriba |
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clorofila "a", luego xanto- |
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se mueve |
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con el frente | solvente |
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más rápido que otros componentes, y |
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su zona en el papel se encuentra |
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Arroz. 11. Distribución de pigmentos | otros pigmentos |
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(Figura 11). Haz un dibujo. |
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en el papel |
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Materiales y equipamiento: 1) hojas de plantas; 2) acetona; 3) gasolina; 4) vaselina; 5) botellas o tazas de porcelana; 6) morteros de porcelana con manos; 7) embudos; 8) varillas de vidrio; 9) filtros de papel; 10) tiras de papel cromatográfico; 11) vasos altos o cilindros; 12) tijeras.
3.4. Determinación del contenido de caroteno en raíces de zanahoria
Para realizar este trabajo, se utiliza un método fotométrico. Se basa en convertir el analito en solución en un compuesto absorbente de luz y medir la absorción de luz del compuesto resultante.
Si se dirige un flujo de luz hacia una cubeta con una solución coloreada, parte de él se absorberá y el resto pasará a través de la solución. Por-
la absorción dependerá del número de moléculas encontradas en el camino del flujo de luz.
Al trabajar, debe elegir el filtro que transmitirá los rayos absorbidos por la solución: la transmisión máxima del filtro debe coincidir con la absorción máxima de la solución. Se instalan filtros de luz en el FEC con diferentes longitudes de onda en la región de máxima transmisión. Para la medición, se seleccionan de acuerdo con el principio de color adicional: cuando se trabaja con un compuesto de color amarillo, azul, con un compuesto azul, rojo, etc.
Las cubetas se caracterizan por su longitud de trabajo (la distancia entre las caras, que se indica en la pared frente a la luz transmitida): 5, 10, 20, 30, 50 mm. Cuando se analizan soluciones de colores débiles, se toman cubetas con una longitud de trabajo más larga, mientras que las soluciones de colores fuertes se toman con una más corta. Se esfuerzan por obtener lecturas en una escala de densidad óptica de no más de 0,8.
El propósito del trabajo: determinar la cantidad de caroteno en las raíces de zanahoria.
Desarrollo del trabajo: 1. Picar finamente una porción de zanahorias (1 g) y triturar en un mortero con arena y 0,3 g de CaO (para eliminar el agua) hasta obtener una masa homogénea. Añadir el disolvente en pequeñas cantidades al mortero.
- acetona y seguir frotando. Verter el extracto obtenido en un matraz aforado de 25 ml. Al final de la extracción, llenar el matraz con disolvente hasta la marca. Si la solución de caroteno está turbia, se filtra.
2. Se utiliza como estándar una solución de azobenceno (corresponde a 0,00235 g de caroteno por 1 ml de solución).
3. Después de obtener las soluciones experimental y estándar, proceder a su colorimetría. Para hacer esto, se vierte una solución experimental en una cubeta, una solución estándar se vierte en otra y colorimétricamente en FEC con un filtro de luz azul. El cálculo se realiza según la fórmula:
(K D1 | V 100) | |||
donde X es la cantidad de caroteno en mg por 100 g de zanahorias;
K es la cantidad de caroteno para el estándar (0,00235 g); V es el volumen de la solución en ml (25 ml);
D1 – densidad óptica para solución de caroteno; D2 - densidad óptica para el estándar.
4. Determine la necesidad humana diaria de zanahorias, con base en la norma de 5 mg de caroteno por día.
Materiales y equipamiento: 1) raíz de zanahoria; 2) acetona; 3) solución de azobenceno; 4) matraces de 25 ml; 5) morteros de porcelana con mano de mortero; 6)
filtros; 7) embudos; 8) colorímetro fotoeléctrico con cubetas; 9) varillas de vidrio.
3.5. Determinación de la intensidad de la fotosíntesis por el método del matraz de asimilación (según L.A. Ivanov y N.L. Kossovich)
El método se basa en determinar la cantidad de dióxido de carbono absorbido por las hojas durante la fotosíntesis. El brote o una hoja separada se coloca en un frasco de vidrio al revés (Fig. 12) y se expone a la luz durante 15 a 20 minutos. Parte del dióxido de carbono contenido en el matraz se consume durante la fotosíntesis. Luego, el CO2 no absorbido por las hojas se une vertiendo un exceso de solución alcalina en el matraz. Después de eso, el álcali restante se titula con ácido clorhídrico u oxálico. Se hace lo mismo con el matraz de control (sin planta) y se comparan los resultados de la titulación.
Arroz. 12. Dispositivo LA Ivanova y N. L. Kossovich para determinar la intensidad de la fotosíntesis: a - matraz; b - varilla con una hoja; c - corcho
Si los matraces experimentales y de control tienen el mismo volumen y si se vierte la misma cantidad de solución de Ba(OH)2 en ambos matraces, entonces la cantidad de dióxido de carbono absorbido por la planta será directamente proporcional a la diferencia en los resultados de la titulación. del contenido de estos frascos. Para establecer qué cantidad de CO2 corresponde a 1 ml del ácido utilizado para la titulación, comparamos las reacciones en las que entra el álcali vertido en el matraz:
Ba(OH)2 + CO2 = BaCO3 ↓ + H2O,
Ba (OH) 2 + 2HCI \u003d BaCI2 + 2H2 O.
1 M de HCl corresponde a 0,5 M de CO2, es decir, 44: 2 = 22 g CO2. A una concentración de HCl 0,025 N, 1 ml de esta solución contiene
HCl 0,000025 M, que equivale a 22 × 0,000025 = 0,00055 g o 0,55 mg de CO2. Este método da resultados suficientemente precisos sólo en
en el caso de que todas las operaciones de apertura y cierre de los matraces se realicen sin tocar el vidrio con las manos (de lo contrario, el aire, al expandirse al calentarse, saldrá parcialmente de los matraces).
El propósito del trabajo: determinar la intensidad de la fotosíntesis de la planta Progreso del trabajo: 1. Tome dos matraces idénticos y guárdelos en
Mismas condiciones abierto durante 10-20 minutos para llenar con aire. Luego, al mismo tiempo, inserte tapones con orificios cerrados con tapones de vidrio (No. 1) en ellos, evitando que los matraces se calienten al tocarlos con las manos.
2. Cortar una hoja o brote de una planta, renovar el corte con una navaja bajo el agua y poner en un tubo de ensayo lleno de agua (se lleva agua hervida para que no queden burbujas de aire) unido a un palito clavado en el corcho (No . 2).
3. Con un movimiento rápido pero tranquilo, retire el tapón No. 1 del matraz e inserte el tapón No. 2 (con una planta).
4. Exponga el matraz a la luz y marque la hora de inicio del experimento. Durante el experimento, controle la temperatura dentro del matraz y, en caso de sobrecalentamiento, enfríe el matraz con agua. Es especialmente importante que al final del experimento la temperatura sea la misma que al principio, de lo contrario puede entrar aire
en matraz o salir de él. La duración del experimento debe ser tal que las hojas tengan tiempo de absorber no más del 25% del
Xia en un frasco de CO2. Con buena luz para un matraz de 1 L, la exposición no debe exceder los 5 minutos, para matraces más grandes
- 15-20 minutos.
5. Al final del experimento, sacar la planta del matraz y cerrarlo rápidamente con el tapón N° 1, anotando la hora. Abra también el matraz de control durante unos segundos. Vierta 25 ml en los matraces a través del orificio del corcho.
solución de Ba(OH)2 0,025N y 2-3 gotas de fenolftaleína e inmediatamente cerrar el orificio con un tapón.
Tabla 8 |
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Intensidad de la fotosíntesis | |||||||||
Consumo de HCl, ml | Intensivo |
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infundido | |||||||||
fotosintético |
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dm2 | Ba(OH)2, | por, mgCO2 / |
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6. Para aumentar la superficie de contacto del Ba (OH) 2 con el aire, humedezca cuidadosamente las paredes de los matraces con esta solución y
agitar periódicamente durante 3 minutos, después de lo cual se titula a través del orificio del tapón con una solución de ácido clorhídrico 0,025 N hasta que desaparezca el color rosa.
7. Determine el área de la hoja por el método de los cuadrados. Resultados para-
escribir en la tabla 8. | ||||
La intensidad de la fotosíntesis J f (ml CO2 /g | hora) calculado a partir de |
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(AB)K | ||||
donde A es la cantidad de HCl utilizada para la titulación de barita en el matraz experimental, ml;
B es la cantidad de HCl utilizada para la titulación de barita en el matraz de control, ml;
K - corrección del título de HCI;
0,55 es el número de mg de CO2 correspondiente a 1 ml de HCl 0,025N; S es área foliar, dm2;
t es la exposición, min;
60 es el factor de conversión de minutos a horas.
Materiales y equipamiento: 1) hojas o brotes de plantas; 2) solución 0,025N de Ba(OH)2; 3) solución de HCl 0,025N; 4) fenolftaleína; 5) matraces cónicos con una capacidad de 1 l (2 uds.); 6) papel; 7) tapones de goma (3 piezas); 8) dos tapones con un orificio cerrado con un tapón de vidrio, una varilla de vidrio o metal con un pequeño tubo de ensayo y un termómetro atado se inserta en el tercer tapón; 9) un soporte para montar el matraz en posición invertida; 10) lámpara eléctrica 200-300 W; 11) tijeras; 12) papel; 13) balanzas con pesas.
preguntas de examen
1. Papel espacial de las plantas verdes. El significado de las obras de K.A. Timiryazev.
2. Pigmentos de plantas fotosintéticas. Métodos para la separación de pigmentos.
3. Propiedades químicas y ópticas de los pigmentos.
4. Físico-químico Propiedades de la molécula de clorofila. Fluorescencia de clorofila.
5. La etapa de luz de la fotosíntesis. fosforilación fotosintética.
6. Etapa oscura de la fotosíntesis. Ciclo de Calvin, ciclo HatchSlack, fotosíntesis tipo Crassula.
7. La intensidad de la fotosíntesis, la fotorrespiración.
8. La influencia de los factores ambientales en la intensidad de la fotosíntesis.
4. RESPIRACIÓN DE LAS PLANTAS
La historia del desarrollo de la doctrina de la respiración. Teoría de la oxidación y reducción: A.N. Bach, VI. Palladin, G. Wieland, O. Warburg, S.P. Kostycheva y otros Clasificación de los sistemas enzimáticos de la respiración. La estructura de las enzimas. Acción de activadores e inhibidores. Caracterización de deshidrogenasas, oxidorreductasas, oxidasas. Mecanismos de acción de catalasa, peroxidasa, citocromo oxidasa y polifenol oxidasa.
Función fisiológica de la respiración. Especificidad de la respiración en las plantas. mitocondrias. Su estructura y funciones.
Formas de oxidación de sustancias orgánicas en la célula. Unificación sub-
estratos de respiración. El mecanismo de activación de sustratos respiratorios, formas de su inclusión en los procesos de oxidación biológica. Las principales formas de disimilación de los carbohidratos. Vía de las pentosas monofosfato de oxidación de la glucosa. Vía de oxidación glicolítica (glucólisis), etapas principales. G. Ciclo de Krebs, la secuencia de la reacción. Ciclo del glioxilato.
Cadena de transporte de electrones de las mitocondrias: organización estructural, componentes principales, sus potenciales redox. Complejos portadores de electrones. Mecanismos catalíticos alternativos de oxidación biológica (respiración resistente al cianuro). Sistemas oxidativos extramitocondriales.
fosforilación oxidativa. Energía de la respiración: fosfatos y tioéteres. La unidad de los procesos energéticos elementales en la naturaleza viva. Fosforilación a nivel de sustrato (sustrato) y fosforilación en la cadena respiratoria (coenzima). Teorías de la fosforilación oxidativa: química, mecano-químico (teoría de Boyer), quimiosmótica (teoría de Mitchell). Las principales disposiciones de la teoría quimiosmótica de la conjugación de Mitchell. La membrana como base estructural de los procesos bioenergéticos. Transformación de energía en las membranas de apareamiento. El potencial electroquímico es la fuerza impulsora de la fosforilación. Regulación del transporte de electrones y fosforilación. Desacoplamiento de la respiración y la fosforilación. Influencia de los factores ambientales en este proceso.
La respiración como eslabón central del metabolismo. La importancia de la respiración en el metabolismo constructivo de la célula y su relación con otras funciones de la célula.
Indicadores cuantitativos de intercambio de gases (captación de oxígeno, liberación de dióxido de carbono, coeficiente respiratorio, etc.). Efecto L. Pasteur.
Regulación de la respiración. Ecología de la respiración. Dependencia de la respiración de factores externos e internos.
4.1. Determinación gasométrica de catalasa
Muchos procesos redox en los tejidos vegetales involucran enzimas.
El método para determinar la actividad enzimática se basa en la capacidad de la catalasa para descomponer el peróxido de hidrógeno con la liberación de oxígeno gaseoso. Dado que la cantidad de peróxido de hidrógeno que se ha descompuesto depende de la actividad de la enzima, es posible juzgar la actividad de la catalasa por la cantidad de oxígeno y la velocidad de su liberación.
2H2O2 → 2H2O + O2.
El objeto del trabajo: determinación de la actividad de la enzima catalasa en material vegetal.
Desarrollo del trabajo: 1. Tomar una muestra de hojas o partes de una planta que pese 4 g, agregar 0,2 g de tiza (para dar una reacción alcalina), una pizca de arena y triturar cuidadosamente en un mortero con una pequeña cantidad de agua destilada. . Transferir la masa molida a lo largo del embudo a un matraz aforado de 100 ml y llevar di-
con agua tranquila hasta la marca. 2. Frasco con ex- vegetal
deje reposar el tracto durante 15 minutos. En este momento, prepare todas las partes del dispositivo catalazímetro (Fig. 13) para determinar la actividad de la catalasa y verificar su hermeticidad.
3. Después de 15 minutos, tome 10 ml del extracto junto con la suspensión del matraz usando una pipeta graduada y transfiéralo a un compartimiento del recipiente de reacción (catalizador). En otro departamento con
Arroz. 13. Catalazímetro lugar de prueba 5 ml de peróxido de hidrógeno. recipiente de reacción
conectarse al resto del instrumento catalazímetro.
)
. La publicación es muy larga.
Espero que hayas abastecido de los ingredientes necesarios. Hoy extraeremos la clorofila. En varios libros y películas sobre laboratorios mágicos, siempre hay un recipiente lleno de un líquido verde luminoso, sobre el cual humea una niebla azulada ...
De hecho, esto no es tan lejos de la realidad una imagen mágica. Pero no me adelantaré.
Obtención de clorofila y estudio de sus propiedades
Objetivo: extracción de clorofila de plantas verdes para estudiar sus propiedades.
Materiales y equipamiento:
2-3 hojas de una planta de interior (geranio, tradescantia, otras plantas verdes también son adecuadas, pero evite tomar las venenosas, por ejemplo, alocasia). Las hojas deben tomarse de color verde oscuro, con un alto contenido en clorofila.
15 ml de alcohol medicinal (idealmente 95%, pero 70% servirá, luego aumentaremos ligeramente el volumen de alcohol). Si decide hacer el experimento 3, entonces tiene sentido hacer más extracto.
La tiza es un trozo pequeño.
Vajilla de porcelana con mortero de porcelana, cuchara (idealmente mortero y mortero de porcelana)
Pequeño embudo para colar.
Papel de filtro (puede intentar reemplazarlo con una servilleta gruesa
)
Tubos de ensayo y un vaso pequeño.
Linterna.
Papel negro (para envolver el tubo de ensayo), pegamento, goma elástica o cinta para fijar.
Tijeras, cuchillo.
Experiencia 1. Extracción de clorofila
Proceso de trabajo:La extracción es la liberación de una sustancia bajo la acción de un solvente. La extracción de clorofila se realiza con alcohol, ya que es en él donde se disuelve el pigmento verde. En el corazón de esta magia está la difusión ordinaria.
1. Moler las hojas con unas tijeras (o un cuchillo), colocar en un mortero de porcelana y triturar con un mazo. Cuando la masa se vuelva más o menos blanda, agregue un poco de alcohol mientras continúa moliendo.
PD: lo ideal es añadir una miga de vidrio para un mejor molido, pero podemos prescindir de ella.
No tengo mano de mortero de porcelana, en su lugar uso un salero de porcelana. Muy útil, como resulta.
2. Agregue virutas de tiza (una pequeña pizca) a la masa. Esto es necesario para neutralizar la acidez de la savia celular que sale de las vacuolas. Los ácidos de la savia celular tienen la capacidad de destruir la clorofila, entonces el extracto se vuelve inadecuado para los experimentos. Y la tiza corrige la situación.
3. Continuando moliendo las gachas, agregue gradualmente el alcohol restante. Debería obtener un color esmeralda del líquido.
4. Filtrar a través de un embudo con filtro. Será muy bueno si tiene papel de filtro real. Si no está allí, pero puede usar un papel secante (lástima que hayan dejado de agregarlos a los cuadernos), o servilletas gruesas, una capa de algodón de una almohadilla de algodón. El algodón absorberá mucho líquido. Por lo tanto, si comienza a usarlo, entonces debe hacer más extracto. La siguiente figura muestra cómo plegar correctamente el filtro para el proceso de papel secante.
¡Atención! Cuando aplique el filtro al embudo, no use agua para hacer que el papel se adhiera al embudo, de lo contrario, es posible que el experimento no funcione.
Filtrar en un vaso. Tomará algún tiempo, cinco minutos o más. Para mantener al niño ocupado de alguna manera mientras espera, puede jugar con palabras que aman el verde. Pero la filtración ha terminado.
Enhorabuena, has recibido el filtrado. Nuestro filtrado se denomina "extracto de clorofila" o su extracto alcohólico.
Experiencia 2. ¿De qué color es el extracto de clorofila?
"¡Qué extraña pregunta!" - Te indignarás. Por supuesto, verde! Pero, ¿es esto realmente así? Lo averiguaremos.Proceso de trabajo:
1. Lleve el extracto resultante al papel negro frente a la ventana. ¿Qué estás viendo?
Guapo, ¿verdad? Parece brillar desde dentro. De hecho, ¡realmente brilla! Este es el fenómeno de la fluorescencia, es decir, el resplandor de las sustancias cuando absorben luz. Entonces, ¡el extracto de clorofila es una solución fluorescente! ¡Sorprendentemente, parece que hemos revelado el secreto del inusual llenado de una botella alquímica con una solución mágica luminosa! ¿No es un milagro?
2. Y ahora respondamos la pregunta de por qué no valió la pena humedecer el filtro con agua y por qué se usa alcohol en el experimento y no vodka. ¿Qué pasa si añadimos agua? Vierta un poco del extracto resultante en un tubo de ensayo y agréguele agua, aproximadamente una cuarta parte del volumen del extracto. ¿Qué estás viendo?
Vale la pena agregar agua, ya que la solución se vuelve turbia y ya no brilla.
Si añadimos una pequeña cantidad de extracto de jugo de limón (o vinagre), la solución se volverá de color amarillo pantanoso, y si usamos un ácido concentrado fuerte, se volverá marrón. Esto se debe a que el magnesio, que se encuentra en el centro de la molécula de clorofila, es desplazado por el hidrógeno del ácido y se forma feofitina en lugar de clorofila.
Y usaremos el extracto restante para estudiar las propiedades de la fluorescencia. Quiero advertirte que este experimento puede no funcionar si no hay suficiente extracto. El volumen requerido para el experimento es de al menos 10 ml de extracto.
Experimento 3. Fluorescencia de clorofila
Proceso de trabajo:1. Envuelva el tubo de ensayo con un tubo de papel negro para que la luz no caiga sobre la campana desde los lados.
3. Agregue bastante, 1 ml del extracto al tubo de ensayo. Tenga en cuenta el color.
4. Agregue otros 2 ml del extracto a la solución en el tubo de ensayo. ¿Ha cambiado el color?
Pronto verás que el color del verde esmeralda se vuelve más áspero, más cercano a una nota azulada fría.
5. Agregue un poco más de capucha. Observe cómo cambia el color de la solución en el tubo de ensayo cuando se ve desde arriba.
6. Cuando agregue suficiente extracto, ¡no podrá creer lo que ve! La solución se volverá rojiza, incluso lo describiría como negro-rojo.... El color está distorsionado en la fotografía.
Para lograr el mejor efecto, experimente con la distancia a la fuente de luz. Si la lámpara es demasiado potente, la luz parpadeará a través del tubo de ensayo y el efecto no se notará.
La explicación de la experiencia radica en las características de absorción de la onda luminosa de la clorofila. El mayor grado de absorción de luz por la clorofila se encuentra en la zona azul-violeta del espectro, con una longitud de onda de 430-460 nm. El segundo pico se observa en la zona de rayos rojos (660-650 nm). En el espectro naranja, amarillo y azul, la absorción es muy débil. Y en la zona verde, la absorción es la más débil, la luz se refleja, por lo que nos parece que las plantas son verdes.
Sin embargo, solo los rayos rojos lejanos ubicados en el límite con la región infrarroja no se absorben en absoluto. Entonces, cuando la concentración de clorofila crece en un tubo de ensayo, o en el bosque, la luz se ve obligada a atravesar las densas coronas de varios niveles, en algún momento, comenzamos a distinguir estos rayos rojos distantes y adivinar el color denso de maduro cerezas. ¡Aquí está la respuesta al acertijo del dosel rojo del bosque!
Experiencia 4. Composición de la clorofila
Para esta experiencia no necesitamos hacer nada, solo queda prestar atención al filtro. Si observas detenidamente el filtro, verás que el extracto de clorofila se esparce de manera desigual sobre él.
Las manchas azul verdosas se reemplazan por amarillas verdosas a amarillentas. El hecho es que nosotros, a través de la observación, hemos establecido la heterogeneidad del pigmento clorofílico. Todas las plantas superiores tienen dos tipos de clorofila: la clorofila A será de color verde azulado y la clorofila B será de color amarillo verdoso, y las manchas amarillas representan pigmentos completamente diferentes: los carotenoides. Todos estos pigmentos tienen una capacidad diferente para disolverse y adsorberse (asentarse, ser absorbidos) por el filtro.
Experimento 5. Poción mágica
Y ahora viertamos un poco de extracto en platos de porcelana, atenuemos la luz y prendámosle fuego, observando todas las reglas de seguridad. Por supuesto, el alcohol quemará, pero qué impresionante se ve en combinación con un extracto verde de clorofila ...
Si todavía tienes una solución fluorescente de clorofila, puedes taparla con un corcho en un vial y guardarla como un artefacto mágico.
Esta es la magia de la biología de la clorofila verde. Sin embargo, el Hada Zelenkina no se despide de ti.
Continuará....
PD: Información para aquellos lectores que les resulte difícil conseguir alcohol para experimentos. También puedes extraer la clorofila con gasolina.
