Cómo obtener clorofila de las plantas. Separación de pigmentos mediante cromatografía en papel. Separación de pigmentos según Kraus. ¿Por qué la solución verde se puso pálida después de agregar ácido cítrico?

Laboratorio 22

Propiedades químicas de los pigmentos en láminas.

Los componentes más importantes del aparato fotosintético de las plantas son los pigmentos. Los pigmentos se dividen en dos clases: compuestos de tetrapirrol ( clorofilas y ficobilinas) y poliisoprenoide ( carotenoides).

Las ficobilinas son pigmentos de algas. En las plantas superiores se encuentran clorofila "a", clorofila "b" y carotenoides. El principal pigmento funcional es la clorofila "a". , que se encuentra en todos los organismos fotosintéticos (excepto bacterias). Sirve como donante directo de energía para reacciones fotosintéticas. El resto de pigmentos solo transfieren la energía absorbida a la clorofila "a" .

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Arroz. 17 Fórmulas estructurales de los carotenoides y la secuencia de sus transformaciones.

Además, en los carotenos cíclicos, los anillos de seis miembros están representados por dos tipos: β-ionona y α-ionona.

En los organismos fotosintéticos, este grupo de pigmentos amarillos está representado por licopeno, α-caroteno, β-caroteno y γ-caroteno. En las plantas superiores, el β-caroteno es el caroteno principal.

Las xantofilas son derivados de caroteno que contienen oxígeno, que incluyen luteína (C40H56O2), zeaxantina (C40H56O4), violaxantina (C40H56O4), neoxantina (C40H56O4) (Fig. 17). Entre las xantofilas nombradas predomina la luteína, que en su estructura química está muy cerca del α-caroteno, pero a diferencia de éste, es un alcohol dihídrico, es decir, en cada anillo iónico, un átomo de hidrógeno es reemplazado por un grupo hidroxilo.

Funciones de los carotenoides: 1) son pigmentos adicionales; 2) proteger las moléculas de clorofila de la fotooxidación; 3) juegan un papel en el intercambio de oxígeno durante la fotosíntesis.

Principio del método: Los pigmentos de los tejidos vegetales se extraen con disolventes polares (alcohol etílico, acetona), que destruyen la unión de las clorofilas y xantofilas con las lipoproteínas plástidas y aseguran su extracción completa. Los disolventes no polares (éter de petróleo, hexano, gasolina, etc.) no rompen la unión de estos pigmentos con las proteínas.

Objeto del trabajo: familiarícese con las propiedades químicas de los pigmentos de las hojas.

Progreso: 1. Obtener una solución alcohólica de pigmentos.. Para obtener el extracto de pigmentos, se utiliza material vegetal tanto crudo como seco. Las hojas secas se pretratan con agua caliente para facilitar la posterior extracción de los pigmentos.

Picar finamente hojas de plantas frescas (1 g) con unas tijeras, colocarlas en un mortero y triturarlas con una pequeña cantidad de CaCO3. Añadir gradualmente 2 ... 3 ml de alcohol etílico al mortero y triturar bien la muestra hasta obtener una masa homogénea. Luego agregue otros 5 ... 8 ml de alcohol, mezcle el contenido. Lubrique la punta del mortero desde abajo con vaselina y transfiera el contenido del mortero a un filtro de papel con una varilla de vidrio. Coloque el filtrado resultante en un tubo de ensayo. El extracto alcohólico contiene una suma de pigmentos verdes y amarillos.

2.Separación de pigmentos según Kraus basado en la diferente solubilidad de los pigmentos en alcohol y gasolina. Estos disolventes no se mezclan al drenar, sino que forman dos fases, gasolina superior y alcohol inferior, por lo que se separan los componentes de la mezcla de pigmentos.

Vierta 2 ... 3 ml de extracto alcohólico de pigmentos en un tubo de ensayo y agregue 3 ... 4 ml de gasolina. Agitar vigorosamente el contenido del tubo, habiéndolo cerrado previamente con corcho o pulgar, y dejar reposar. Para una mejor separación, agregue 1 ... 2 gotas de agua.

A medida que la emulsión se estratifica, la capa superior de gasolina se volverá verde debido a la mejor solubilidad de las clorofilas en ella. Además, el caroteno se convierte en gasolina, pero su color queda enmascarado por la clorofila. La xantofila permanece en la capa inferior de alcohol, dándole un color amarillo dorado.

Si los pigmentos no se separan lo suficientemente claramente, agregue 1 ... 2 gotas de agua y agite nuevamente. Con un exceso de agua, la capa inferior puede volverse turbia, luego se debe agregar un poco de alcohol etílico y agitar el contenido del tubo de ensayo.

Dibuje la distribución de pigmentos en alcohol y gasolina, saque conclusiones sobre su diferente solubilidad.

3. Saponificación de clorofila con álcali. Cuando la clorofila se trata con álcali, los grupos éster se saponifican, es decir, los residuos de alcohol metílico y fitol se separan (Fig. 18). Se forma la sal sódica del ácido clorofílico, que conserva el color verde y las propiedades ópticas de la clorofila, pero es más hidrófila que el pigmento nativo.

Arroz. 18 Saponificación de clorofila con álcali

Vierta 1 ml de solución de NaOH al 20% en un tubo de ensayo con 2 ... 3 ml de solución alcohólica de pigmentos y agite. Después de mezclar el extracto con álcali, coloque el tubo de ensayo en un baño de agua hirviendo, lleve a ebullición y enfríe.

Agregue un volumen igual de gasolina y unas gotas de agua a la solución enfriada para una mejor separación de la mezcla. Luego agite el contenido del tubo de ensayo y déjelo reposar.

El caroteno y la xantofila pasarán a la capa de gasolina y la sal sódica del ácido clorofílico pasará a la capa de alcohol.

Dibuja el color de las capas, indicando la distribución de los pigmentos 3. Obtención de feofitina y sustitución inversa de hidrógeno por un átomo metálico. El átomo de magnesio se retiene débilmente en el núcleo de porfirina de la clorofila y, bajo la acción cuidadosa de ácidos fuertes, se reemplaza fácilmente por dos protones, lo que conduce a la formación de feofitina marrón.

Si las sales de cobre, zinc o mercurio actúan sobre la feofitina, entonces, en lugar de dos protones, el metal correspondiente ingresa al núcleo y el color verde se restablece nuevamente. Sin embargo, es algo diferente del color de la clorofila. Por tanto, el color de las clorofilas depende del enlace organometálico de su molécula.

Vierta 2 ... 3 ml de extracto alcohólico de pigmentos en un tubo de ensayo y agregue 1 ... 2 gotas de solución de ácido clorhídrico al 10%. Durante la reacción, el color verde cambia a marrón, mientras que la clorofila se convierte en feofitina. Dispense el contenido del tubo de ensayo en dos tubos de ensayo.

Dejar un tubo con feofitina para control, y en segundo lugar varios cristales de ácido acético cobre y calentar la solución al baño maría hasta que hierva. Después de calentar, el color marrón de la solución cambia a verde como resultado de la formación de un derivado de cobre similar a la clorofila.

Dibuja el color de la feofitina y la clorofila de cobre.

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derivado de cobre similar a la clorofila

Equipos y materiales: 1) hojas frescas de plantas; 2) alcohol etílico; 3) gasolina; 4) solución de NaOH al 20%; 5) ácido clorhídrico al 10% en un gotero; 6) ácido clorhídrico al 10%; 7) baño de agua; 8) una gradilla con tubos de ensayo; 9) pipetas o tubos volumétricos de 1 ml; 10) embudos; 11) papel de filtro; 12) un mortero con mano de mortero; 13) varillas de vidrio; 14) tijeras.

¿Por qué las plantas son verdes?

Complejidad:

Peligro:

Haz este experimento en casa

Reactivos

Seguridad

• Use guantes y gafas protectoras antes de comenzar el experimento.
• Ejecute el experimento en una bandeja.
• Realice el experimento en un área bien ventilada, lejos de fuentes de ignición.

Reglas generales de seguridad

• No permita que los productos químicos entren en contacto con los ojos o la boca.
• Mantenga a las personas sin gafas de seguridad, a los niños pequeños y a los animales alejados del área de prueba.
• Guarde el kit experimental fuera del alcance de los niños menores de 12 años.
• Lave o limpie todos los equipos y accesorios después de su uso.
• Asegúrese de que todos los contenedores de reactivos estén bien cerrados y almacenados correctamente después de su uso.
• Asegúrese de que todos los recipientes desechables se eliminen correctamente.
• Utilice únicamente el equipo y los reactivos suministrados en el kit o recomendados por las instrucciones actuales.
• Si usó un recipiente de comida o un utensilio para experimentar, deséchelo inmediatamente. Ya no son adecuados para almacenar alimentos.

Información de primeros auxilios

• Si los reactivos entran en contacto con los ojos, lávelos con abundante agua, manteniendo los ojos abiertos si es necesario. Consulte a un médico de inmediato.
• En caso de ingestión, enjuáguese la boca con agua y beba un poco de agua limpia. No induzca el vomito. Consulte a un médico de inmediato.
• Si se inhalan los reactivos, traslade al aire libre.
• En caso de contacto con la piel o quemaduras, enjuague el área afectada con abundante agua durante 10 minutos o más.
• En caso de duda, consulte a un médico inmediatamente. Lleve la sustancia química y su recipiente.
• Siempre consulte a un médico en caso de lesión.

• El uso inadecuado de productos químicos puede provocar lesiones y daños a la salud. Realice solo los experimentos especificados en las instrucciones.
• Este conjunto de experiencias es solo para niños mayores de 12 años.
• Las habilidades de los niños varían significativamente incluso dentro del grupo de edad. Por lo tanto, depende de los padres que experimentan con sus hijos decidir qué experimentos son apropiados y seguros para sus hijos.
• Los padres deben discutir las reglas de seguridad con el niño o los niños antes de comenzar los experimentos. Se debe prestar especial atención a la manipulación segura de ácidos, álcalis y líquidos inflamables.
• Antes de comenzar los experimentos, limpie el área de prueba de objetos que puedan interferir con usted. Se debe evitar almacenar alimentos cerca del sitio de prueba. El lugar de la prueba debe estar bien ventilado y cerca de un grifo u otra fuente de agua. Se requiere una mesa estable para realizar experimentos.
• Las sustancias en envases de un solo uso deben usarse por completo o eliminarse después de un experimento, es decir, después de abrir el paquete.

Preguntas más frecuentes

¿Dónde puedo conseguir una solución de alcohol (etanol) al 96%?

El alcohol se puede comprar en una farmacia o se puede obtener mediante métodos de laboratorio. Para hacer esto, necesita tres velas y alcohol fuerte o una solución de etanol al 40-60%. El resto se puede encontrar en la caja de Química vegetal y el kit de inicio.

1. Inserte el adaptador de metal en el tapón de un solo orificio.
2. Deslice el tubo de silicona sobre el adaptador.
3. Inserte un embudo en un matraz y vierta 40 ml de alcohol fuerte o una solución de etanol al 40-60%.
4. Tape el matraz.
5. Vierta agua fría en un vaso (hasta la mitad). Coloque el tubo de ensayo en el vaso de precipitados.
6. Coloque tres velas en el quemador y enciéndalas. Cubra el quemador con un deflector de llama.
7. Coloque el matraz sobre el difusor de llama. Sumerja el extremo libre del tubo en el tubo de ensayo. Espere hasta que el tubo esté dos tercios lleno de líquido.
8. Apaga las velas.
9. Vierta el líquido del tubo de ensayo en un vaso con hojas verdes trituradas y continúe el experimento según las instrucciones.

Otros experimentos

Instrucción paso a paso

La clorofila es la sustancia que da a las hojas su color verde. Es prácticamente insoluble en agua, pero se disuelve en muchos disolventes orgánicos, como el alcohol etílico.

Cuando se disuelva suficiente clorofila en alcohol, tome dos muestras de la solución.

La molécula de clorofila contiene un ion magnesio Mg 2+ (verde). En presencia de ácido, "abandona" fácilmente la molécula. Feofitina formada: un compuesto con un color menos brillante y saturado.

El lugar liberado de magnesio puede ser tomado fácilmente por el ion de cobre Cu 2+ (marrón) de la sal de cobre CuSO 4. El complejo de cobre resultante de feofitina es de color similar a la clorofila.

El complejo de cobre de la feofitina es más estable que la clorofila. Si ambas muestras se dejan a la luz, la clorofila se empañará y la diferencia entre las sustancias será claramente visible.

Disposición

Deseche los residuos sólidos del experimento junto con los residuos domésticos. Drene las soluciones en un fregadero y luego enjuague bien con agua.

Qué pasó

¿Para qué usamos un solvente?

El alcohol ayuda a extraer la clorofila de las hojas trituradas. La molécula de clorofila tiene una cola larga hidrófoba ("temerosa del agua") que evita que la sustancia se disuelva en agua. Pero en alcohol (o, por ejemplo, en acetona), la solubilidad de la clorofila ya es bastante alta.

Aprender más

La clorofila también se disuelve en grasas. Debido a esto, algunos aceites vegetales, como el de canola y el de oliva, a menudo tienen un tinte verde pronunciado. Para decolorar dichos aceites, se lleva a cabo un tratamiento con álcali. Como resultado, la molécula de clorofila pierde su cola hidrófoba y con ella la capacidad de disolverse en grasas.

Mejor que la acetona y el alcohol, la clorofila se disuelve solo en líquidos como la gasolina. Pero la gasolina no puede extraer el pigmento de las hojas con tanta eficacia. El hecho es que en una planta, las moléculas de clorofila están estrechamente asociadas con las moléculas de proteínas. Para romper el enlace con una proteína, el solvente debe contener agua que no se mezcle con hidrocarburos (gasolina, queroseno, éter de petróleo).

¿Por qué la solución verde se puso pálida después de agregar ácido cítrico?

El color de la solución se volvió menos saturado, porque en un ambiente ácido, los iones de hidrógeno H + desplazaron a los iones de magnesio Mg 2+ y la clorofila se convirtió en feofitina. En comparación con la sustancia original, la feofitina tiene un color más oscuro, pero al mismo tiempo menos brillante.

Aprender más

La feofitinización es un fenómeno muy común. Esta terrible palabra se llama proceso de decoloración de la clorofila debido a la pérdida de iones magnesio Mg 2+ en presencia de ácidos. Es posible que haya notado que las verduras frescas se oscurecen cuando se cocinan. El efecto de la feofitinización es especialmente evidente al encurtir pepinos: después de agregar el adobo, la piel verde brillante de la fruta se vuelve marrón.

¿Qué sucede cuando se agrega CuSO 4?

Cuando agregamos una solución de sulfato de cobre CuSO 4, aparecen iones de cobre Cu 2+ en el tubo de ensayo. Ocupan un lugar en la molécula de clorofila, de la que previamente se desplazó el magnesio Mg 2+. El complejo de clorofila-cobre tiene un color verde brillante, por lo que la solución adquiere nuevamente un color verde pronunciado. Incluso después de varios días, cuando la clorofila que contiene magnesio ya se ha destruido, el color de la solución del complejo de clorofila y cobre permanece saturado.

Aprender más

El producto de la interacción de la solución de feofitina con iones de cobre Cu 2+ tiene un nombre severo: "complejo de clorofila de cobre". Esta sustancia está registrada con el código E141 como colorante alimentario permitido. Dicha sustancia solo se puede usar en dosis estrictamente limitadas, porque el cobre que contiene es un metal pesado que es peligroso para la salud en cantidades de más de 5 mg por día. La Administración de Drogas y Alimentos de los Estados Unidos (FDA) permite el uso de E141 en alimentos únicamente para colorear mezclas secas en bebidas a base de cítricos. En este caso, la proporción de tinte no debe ser superior al 0,2% en peso del producto seco. En Europa, Rusia y la mayoría de los países de Asia, África y América del Sur, se permite el uso del complejo de clorofila de cobre en la producción de confitería, verduras enlatadas, productos cosméticos y medicamentos.

¿Qué otros metales pueden reemplazar al magnesio en la clorofila?

No solo el cobre Cu 2+ puede devolver el color a la solución de clorofila acidificada. Las sales de Zn 2+ y mercurio Hg 2+ también forman compuestos de color verde con clorofila. Sin embargo, las reacciones con estos iones son mucho más lentas y requieren condiciones especiales, y el color de los complejos con clorofila no es tan saturado como con el cobre. También vale la pena recordar que las sales de mercurio son extremadamente tóxicas y no están destinadas en absoluto para experimentos caseros.

¿Por qué se puso pálida la solución de clorofila?

Con el tiempo, la oxidación fotoquímica se produce en una solución del complejo de magnesio de la clorofila. Debido a esto, la solución pierde su rico color. El complejo de clorofila de cobre es mucho más estable que su predecesor natural. No se oxida tan rápido y, por lo tanto, su solución conserva su color por más tiempo.

¿Qué hojas de plantas son las mejores para el experimento?

Muchas hojas verdes frescas servirán. Asegúrese de que la planta no sea venenosa antes de realizar la prueba. Además, no use hojas de plantas con jugo lechoso (euforbio, diente de león, ficus favorito de la madre y otros). Para verificar si la planta contiene savia lechosa, mire el corte de la hoja: las gotas opacas blancas (a veces amarillas, beige o rojizas) que sobresalen indican que es mejor no tomar dicho material para el experimento. Con hojas jugosas y carnosas (sedum, Kalanchoe, Tradescantia y otras), la solución se volverá pálida, porque hay muy poca clorofila en la pulpa de las hojas de tales plantas.

vive por control. La posición de las franjas oscuras en el espectro experimental determina qué rayos son absorbidos por el pigmento investigado.

Propósito del trabajo: familiarizarse con las propiedades ópticas de los pigmentos.

Determinación del espectro de absorción de la clorofila. ... Establezca el espectroscopio en relación con la luz para que todas las regiones espectrales tengan el mismo brillo. Verter el extracto de alcohol clorofílico en una cubeta espectrofotométrica, colocarlo frente a la hendidura del espectroscopio y determinar la posición de las bandas oscuras que corresponden a los rayos absorbidos por la clorofila.

El ancho de las rayas depende de la concentración del pigmento o del grosor de la capa de su solución. Para observar los espectros de absorción de soluciones con diferentes concentraciones de clorofila, diluir el extracto con alcohol en las proporciones 1: 1, 1: 3, 1: 5, etc. e investigar las propiedades ópticas de las soluciones resultantes. De una comparación de los espectros de absorción de soluciones de varias concentraciones, encontramos que la absorción más fuerte ocurre en los rayos rojos (el extracto más concentrado). Al final del experimento, saque una conclusión sobre la dependencia del espectro de absorción de la clorofila de su concentración y explique el hecho establecido.

Espectro de absorción de caroteno y xantofila. Para obtener el espectro de absorción de los carotenoides con una pipeta, tome con cuidado una solución de gasolina a la que hayan pasado el caroteno y la xantofila después de la saponificación de la clorofila, transfiérala a una cubeta y colóquela frente a la hendidura del espectroscopio. Examine el espectro de absorción y compárelo con el espectro de absorción de la clorofila. Dibuja ambos espectros.

Fluorescencia de clorofila. La fluorescencia es la emisión de luz por una molécula de clorofila excitada. Su esencia es la siguiente. A temperatura ambiente y en la oscuridad, la molécula de clorofila se encuentra en el estado fundamental, es decir, su energía corresponde al nivel de singlete más bajo (So).: La absorción de un cuanto de luz está acompañada por la transición de uno de los electrones π a un nivel de energía más alto. Como resultado, surge un estado singlete excitado electrónicamente de la molécula. Un estado singlete es un estado tan excitado en el que la transición de un electrón a un nivel de energía superior no va acompañada de un cambio en el signo de giro. Una línea le corresponde en los espectros de absorción. Si, en este caso, se absorbe un cuanto de luz roja, el electrón pasa al primer nivel de singlete (S1) con una energía de 1,7 eV y una vida útil de 10–8 –10–9 s. En el caso de la captura de un cuanto de luz azul, el electrón se encuentra en el segundo nivel de singlete (S2) con una energía de 2.9 eV, y el tiempo de vida de este estado disminuye a 10–12–10–13 s. Sin embargo, no importa qué tipo de electricidad

el estado de trono excitado de la molécula fue transferido por el cuanto absorbido; finalmente pasa al subnivel vibratorio más bajo del primer estado excitado singlete (S1). La energía de este estado puede utilizarse para realizar procesos fotoquímicos, migrar de una molécula de clorofila a otra, y desperdiciarse en forma de calor o radiación fluorescente.

Por lo tanto, independientemente de la longitud de la luz de excitación, la clorofila presenta fluorescencia solo en la parte roja del espectro. La disminución de la energía de un cuanto emitida por una molécula excitada en comparación con la energía de un cuanto absorbido se denomina desplazamiento de Stokes. Sólo la clorofila "a" y la clorofila "b" son fluorescentes; los carotenoides no tienen esta capacidad. En una hoja viva, el principal pigmento fluorescente es la clorofila a. Al mismo tiempo, la fluorescencia en hojas es mucho menos pronunciada que en solución, ya que parte de la energía absorbida se utiliza para sensibilizar reacciones fotoquímicas. Por lo tanto, un aumento en la intensidad de la fotosíntesis, como regla, implica un debilitamiento de la fluorescencia. La fluorescencia no solo proporciona información valiosa sobre el uso de energía en procesos fotoquímicos, sino que también es una característica importante de la interacción de moléculas de varios pigmentos en las laminillas tilacoides de cloroplasto, migración de energía en fotosistemas, etc.

Progreso . Para determinar la fluorescencia, se debe colocar un extracto alcohólico de pigmentos o una solución de clorofila en gasolina, obtenido al separar los pigmentos según Kraus, sobre papel oscuro cerca

Figura 10. Consideración del extracto de alcohol clorofílico:

A - en rayos reflejados; B - en rayos transmitidos; a - fuente de luz; b - un tubo de ensayo con capucha; en el ojo; d - rayos incidentes; d, e

- rayos reflejados; g - rayos que atraviesan la clorofila

fuente de luz y vista en luz reflejada (Fig. 10). El extracto de clorofila será de color rojo oscuro.

También se puede observar fluorescencia en una hoja viva. Para hacer esto, tome Elodea canadiense (Elodea canadensis Michx.), Coloque el objeto en la platina del microscopio e ilumínelo con rayos azul violeta, bajo la influencia de los cuales los plástidos verdes comienzan a brillar con luz roja.

Materiales y equipamiento: 1) extracto alcohólico de pigmentos foliares; 2) una solución de caroteno y xantofila (capa de gasolina obtenida después de la saponificación de la clorofila); 3) pipetas de 1 ml; 4) cubetas; 5) espectroscopios.

3.3. Separación de pigmentos por cromatografía en papel

El método propuesto permite separar parcialmente los pigmentos plástidos sobre papel. Se puede obtener una separación completa de los pigmentos con papel cromatográfico especial utilizando varios disolventes.

En este trabajo, la separación de pigmentos se basa en su diferente avance con un solvente, lo que se debe a la diferente capacidad de adsorción de los pigmentos sobre papel y en parte a su diferente solubilidad en gasolina.

Objeto del trabajo: realizar una separación completa de una mezcla de pigmentos en componentes individuales mediante un cromatograma bidimensional.

Avance del trabajo: 1. Prepare un extracto de acetona de hojas frescas de plantas. La cantidad pesada de material vegetal debe ser de 2-3 g, el volumen de extracto de acetona de pigmentos - 25 ml (acetona al 100%).

2. Cortar una tira de 1,5-2,0 cm de ancho y 20 cm de largo de papel cromatográfico. Sosteniendo la tira de papel verticalmente, la punta

ella bajar durante unos segundos en un cajón de pigmento vertido en una botella o taza de porcelana. Con una breve inmersión, la capucha se eleva sobre el papel 1.0-1.5 cm (línea de salida). A continuación, el papel se seca en una corriente de aire y se sumerge de nuevo en la solución de pigmento. Esta operación se realiza 5-7 veces.

3. Después de eso, el extremo inferior de la tira de papel se sumerge en acetona pura durante unos segundos para que todos los pigmentos suban entre 1,0 y 1,5 cm. De esta manera, se obtiene una zona coloreada (en forma de tira verde) en el papel cromatográfico. , donde se concentra la mezcla de pigmentos, que deben dividirse.

4. Habiendo secado bien una tira de papel en una corriente de aire (hasta que desaparezca el olor a acetona), colóquela en una posición estrictamente vertical en un cilindro, en cuyo fondo se encuentra gasolina con un punto de ebullición de 80-1200 C vertido, para que el disolvente no toque la zona de pigmento. El cilindro está sellado herméticamente con un tapón bien ajustado. Después de 15 minutos, el solvente aumenta en 10-12 cm. Al mismo tiempo, la mezcla de pigmentos se separa en

componentes individuales en forma de

		los, que se encuentran en
		Siguiente		orden: primero
		debajo de la clorofila "b", encima de ella
		clorofila "a", luego xanto-
					se mueve
			con el frente		solvente
		más rápido que otros componentes, y
		su zona en el papel se encuentra
	Arroz. 11. Distribución de pigmentos			otros pigmentos
		(figura 11). Haz un dibujo.
	en el papel

Materiales y equipamiento: 1) hojas de plantas; 2) acetona; 3) gasolina; 4) vaselina; 5) cuencos o tazas de porcelana; 6) morteros de porcelana con mano de mortero; 7) embudos; 8) varillas de vidrio; 9) filtros de papel; 10) tiras de papel cromatográfico; 11) vasos o cilindros altos; 12) tijeras.

3.4. Determinación del contenido de caroteno en raíces de zanahoria.

Para realizar este trabajo se utiliza un método fotométrico. Se basa en convertir el analito en solución en un compuesto absorbente de luz y medir la absorción de luz del compuesto resultante.

Si se dirige un flujo de luz a una cubeta con una solución coloreada, una parte será absorbida, mientras que la otra pasará a través de la solución. Por-

la absorción dependerá del número de moléculas que se encuentren en el camino del flujo de luz.

Al trabajar, debe elegir el filtro de luz que transmitiría los rayos absorbidos por la solución: la transmisión máxima del filtro de luz debe coincidir con la absorción máxima de la solución. Los filtros de luz en el FEK se instalan con diferentes longitudes de onda en la región de la transmisión máxima. Para la medición, se seleccionan de acuerdo con el principio de color adicional: cuando se trabaja con un compuesto de color amarillo - azul, con un compuesto azul - rojo, etc.

Las cubetas se caracterizan por una longitud de trabajo (la distancia entre los bordes, que se indica en la pared frente a la luz transmitida): 5, 10, 20, 30, 50 mm. Cuando analice soluciones de color débil, tome cubetas con una longitud de trabajo más larga, de colores fuertes, con una más corta. Se esfuerzan por obtener lecturas en una escala de densidad óptica de no más de 0,8.

Objetivo del trabajo: determinar la cantidad de caroteno en las raíces de zanahoria.

Avance del trabajo: 1. Picar finamente una porción pesada de zanahorias (1 g) y moler en un mortero con arena y 0,3 g de CaO (para quitar el agua) hasta que quede suave. Agregue solvente en pequeñas porciones al mortero

- acetona y seguir frotando. Verter el extracto resultante en un matraz aforado de 25 ml. Al final de la extracción, rellenar el matraz con disolvente hasta la marca. Si la solución de caroteno está turbia, se filtra.

2. Se utiliza una solución de azobenceno como patrón (corresponde a 0,00235 g de caroteno por 1 ml de solución).

3. Después de recibir las soluciones experimentales y estándar, proceda a su colorimetría. Para hacer esto, se vierte una solución experimental en una cubeta y una solución estándar en la otra y colorimétrica en FEC con un filtro de luz azul. El cálculo se realiza según la fórmula:

		(K D1	V 100)

donde X es la cantidad de caroteno en mg por 100 g de zanahorias;

K - la cantidad de caroteno para el estándar (0.00235 g); V es el volumen de la solución en ml (25 ml);

D1 es la densidad óptica de la solución de caroteno; D2 es la densidad óptica del estándar.

4. Determine la necesidad humana diaria de zanahorias, basándose en la tasa de 5 mg de caroteno por día.

Materiales y equipamiento: 1) tubérculo de zanahoria; 2) acetona; 3) solución de azobenceno; 4) matraces de 25 ml; 5) morteros de porcelana con mano de mortero; 6)

filtros; 7) embudos; 8) colorímetro fotoeléctrico con cubetas; 9) varillas de vidrio.

3.5. Determinación de la intensidad de la fotosíntesis mediante el método del matraz de asimilación (según L.A. Ivanov y N.L. Kossovich)

El método se basa en determinar la cantidad de dióxido de carbono que absorben las hojas durante la fotosíntesis. Se coloca un brote o una hoja separada en un matraz de vidrio al revés (Fig. 12) y se expone a la luz durante 15-20 minutos. Parte del dióxido de carbono del matraz se consume durante la fotosíntesis. Luego se unen al CO2 no absorbido por las hojas, vertiendo un exceso de solución alcalina en el matraz. Luego, el álcali restante se valora con ácido clorhídrico u oxálico. Se hace lo mismo con el matraz de control (sin planta) y se comparan los resultados de la titulación.

Arroz. 12. Dispositivo L.A. Ivanova y N.L. Kossovich para determinar la intensidad de la fotosíntesis: a - matraz; b - una varilla con una sábana; c - corcho

Si los matraces experimentales y de control tienen el mismo volumen y si se vierte la misma cantidad de solución de Ba (OH) 2 en ambos matraces, entonces la cantidad de dióxido de carbono absorbido por la planta será directamente proporcional a la diferencia en los resultados de la titulación. del contenido de estos matraces. Para establecer qué cantidad de CO2 corresponde a 1 ml de ácido utilizado para la titulación, comparemos las reacciones en las que entra el álcali vertido en el matraz:

Ва (ОН) 2 + СО2 = ВаСО3 ↓ + Н2 О,

Ba (OH) 2 + 2HCI = BaCl2 + 2H2 O.

1 M HCl corresponde a 0,5 M CO2, es decir 44: 2 = 22 g de CO2. A una concentración de HCl 0,025 N, 1 ml de esta solución contiene

0.000025M HCI, que es equivalente a 22 × 0.000025 = 0.00055 go 0.55 mg de CO2. Este método proporciona resultados suficientemente precisos solo en

si todas las operaciones de apertura y cierre de los frascos se realizan sin tocar el vidrio con las manos (de lo contrario, el aire, al expandirse al calentarse, escapará parcialmente de los frascos).

Objetivo del trabajo: determinar la intensidad de la fotosíntesis de las plantas. Flujo de trabajo: 1. Tomar dos matraces idénticos y mantenerlos en

en condiciones idénticas, abrir durante 10-20 minutos para llenar con aire. Luego inserte simultáneamente tapones con agujeros cerrados con tapones de vidrio (No. 1) en ellos, evitando que los matraces se calienten al tocar las manos.

2. Cortar una hoja o un brote de una planta, actualizar el corte con una navaja debajo del agua y poner en un tubo de ensayo lleno de agua (tomar agua hervida para que no haya burbujas de aire), pegado a un palo insertado en un corcho (No. 2).

3. Con un movimiento rápido pero tranquilo, saca el tapón No. 1 del matraz e inserta el tapón No. 2 (con la planta).

4. Exponga el matraz a la luz y marque la hora de inicio del experimento. Durante el experimento, controle la temperatura dentro del matraz y, en caso de sobrecalentamiento, enfríe el matraz con agua. Es especialmente importante que al final del experimento la temperatura sea la misma que al principio, de lo contrario puede entrar aire

v matraz o salir. La duración del experimento debe ser tal que las hojas tengan tiempo de absorber no más del 25% del contenido

Xia en un matraz de CO2. Con buena iluminación para un matraz de 1 L, la exposición no debe exceder los 5 minutos, para matraces más grandes

- 15-20 minutos.

5. Al final del experimento, retire la planta del matraz y ciérrelo rápidamente con el tapón No. 1, marcando el tiempo. Abra también el matraz de control durante unos segundos. Vierta 25 ml en matraces a través del orificio del tapón

Solución 0.025N de Ba (OH) 2 y 2-3 gotas de fenolftaleína e inmediatamente cierre el orificio con un tapón.

								Tabla 8
			Intensidad de la fotosíntesis
						Consumo de HCl, ml		Intensivo
					infundido
								fotosíntesis
				dm2	Wa (OH) 2,			para, mgСО2 /

6. Para aumentar la superficie de contacto del Ba (OH) 2 con el aire, humedezca cuidadosamente las paredes de los matraces con esta solución.

agitar periódicamente durante 3 minutos, después de lo cual se realiza una titulación con una solución de ácido clorhídrico 0,025 N a través del orificio del tapón hasta que desaparezca el color rosa.

7. Determine el área de la hoja usando el método de los cuadrados. resultados para

escribir a la mesa 8.
La intensidad de la fotosíntesis J f (ml CO2 / g			hora) se calcula por
	(A B) K

donde A es la cantidad de HCl utilizada para valorar la barita en un matraz de prueba, ml;

B - la cantidad de HCI utilizada para la titulación de barita en el matraz de control, ml;

K - corrección del título de HCI;

0,55 es el número de mg de CO2 correspondiente a 1 ml de 0,025H HCl; S - área foliar, dm2;

t - exposición, min;

60 - factor de conversión de minutos a horas.

Materiales y equipamiento: 1) hojas o brotes de plantas; 2) solución 0,025 N de Ba (OH) 2; 3) solución de HCl 0,025 N; 4) fenolftaleína; 5) matraces cónicos con una capacidad de 1 l (2 uds.); 6) papel; 7) tapones de goma (3 uds.); 8) dos tapones con un orificio cerrado con un tapón de vidrio, una varilla de vidrio o metal con un pequeño tubo de ensayo y un termómetro adjunto se inserta en el tercer tapón; 9) un soporte para instalar el matraz en posición invertida; 10) lámpara eléctrica 200-300 W; 11) tijeras; 12) papel; 13) balanzas con pesas.

Preguntas de control

1. El papel cósmico de las plantas verdes. El significado de las obras de K.A. Timiryazev.

2. Pigmentos de plantas fotosintéticas. Métodos de separación de pigmentos.

3. Propiedades químicas y ópticas de los pigmentos.

4. Fisicoquímico propiedades de la molécula de clorofila. Fluorescencia de clorofila.

5. Etapa ligera de la fotosíntesis. Fosforilación fotosintética.

6. La etapa oscura de la fotosíntesis. Ciclo de Calvin, ciclo de Hatch-Slack, fotosíntesis como tolstyanka.

7. Intensidad de la fotosíntesis, fotorrespiración.

8. La influencia de los factores ambientales en la intensidad de la fotosíntesis.

4. RESPIRACIÓN DE LAS PLANTAS

La historia del desarrollo de la doctrina de la respiración. Teoría de oxidación y reducción: A.N. Bach, V.I. Palladin, G. Wieland, O. Warburg, S.P. Kostycheva et al.Clasificación de sistemas enzimáticos de respiración. Estructura enzimática. La acción de activadores e inhibidores. Caracterización de deshidrogenasas, oxidorreductasas, oxidasas. Mecanismos de acción de catalasa, peroxidasa, citocromo oxidasa y polifenol oxidasa.

El papel fisiológico de la respiración. La especificidad de la respiración en plantas. Mitocondrias Su estructura y función.

Vías de oxidación de la materia orgánica en la célula. Unificación de sub-

estrías respiratorias. El mecanismo de activación de los sustratos respiratorios, las formas de su inclusión en los procesos de oxidación biológica. Las principales formas de disimilación de carbohidratos. Vía del pentozomonofosfato de oxidación de la glucosa. Vía de oxidación glicolítica (glucólisis), etapas principales. G. ciclo de Krebs, la secuencia de la reacción. Ciclo de glioxilato.

La cadena de transporte de electrones de las mitocondrias: organización estructural, componentes principales, sus potenciales redox. Complejos portadores de electrones. Mecanismos catalíticos alternativos de oxidación biológica (respiración resistente al cianuro). Sistemas oxidativos extramitocondriales.

Fosforilación oxidativa. Energía respiratoria: fosfatos y tioésteres. La unidad de los procesos energéticos elementales en la naturaleza viva. Fosforilación a nivel de sustrato (sustrato) y fosforilación en la cadena respiratoria (coenzima). Teorías de la fosforilación oxidativa: química, mecanoquímico (Teoría de Boyer), quimiosmótico (teoría de Mitchell). Las principales disposiciones de la teoría quimiosmótica de la conjugación de Mitchell. Membrana como base estructural de procesos bioenergéticos. Transformación de energía en las membranas de interfaz. El potencial electroquímico es la fuerza impulsora detrás de la fosforilación. Regulación del transporte de electrones y fosforilación. Disociación de la respiración y fosforilación. La influencia de los factores ambientales en este proceso.

La respiración como eslabón central del metabolismo. La importancia de la respiración en el metabolismo constructivo de la célula y su conexión con otras funciones de la célula.

Indicadores cuantitativos de intercambio de gases (absorción de oxígeno, liberación de dióxido de carbono, frecuencia respiratoria, etc.). L. Efecto Pasteur.

Regulación de la respiración. La ecología de la respiración. Dependencia de la respiración de factores externos e internos.

4.1. Determinación gasométrica de catalasa

Muchos procesos redox en tejidos vegetales involucran enzimas.

El método para determinar la actividad enzimática se basa en la capacidad de la catalasa para descomponer el peróxido de hidrógeno con la liberación de oxígeno gaseoso. Dado que la cantidad de peróxido de hidrógeno descompuesto depende de la actividad de la enzima, es posible juzgar la actividad de la catalasa por la cantidad de oxígeno y la velocidad de su liberación.

2H2 O2 → 2H2 O + O2.

Objeto del trabajo: determinación de la actividad de la enzima catalasa en material vegetal.

Avance del trabajo: 1. Tomar una muestra de hojas o partes de plantas que pesen 4 g, agregar 0.2 g de tiza (para dar una reacción alcalina), una pizca de arena y moler a fondo en un mortero con una pequeña cantidad de agua destilada. Transferir la masa machacada a través de un embudo a un matraz aforado de 100 ml y llevar di-

con agua destilada hasta la marca. 2. Un frasco con ex-

dejar reposar durante 15 minutos. En este momento, prepare todas las partes del dispositivo catalasímetro (Fig. 13) para determinar la actividad de la catalasa y comprobar su estanqueidad.

3. Después de 15 minutos, tomar 10 ml del extracto junto con la suspensión del matraz con una pipeta dosificadora y transferirlo a un compartimento del recipiente de reacción (catalasa). A otro departamento con

Arroz. 13. Catalasímetro los recipientes colocan 5 ml de peróxido de hidrógeno. Vaso de reacción

conectar con el resto del instrumento catalasímetro.

Los compuestos metálicos con enlaces covalentes en disolventes apróticos cambian sus propiedades y se disocian, y luego forman compuestos complejos, por ejemplo: Un interesante proceso de disolución de TiCl4 en dimetilformamida (DMF) y dimetilsulfóxido (DMSO). Las moléculas de disolvente interactúan con el titanio ...

Clorofila

(Procesos de complejación de origen natural y tecnogénico)

Biosíntesis de clorofila

(Procesos de complejación de origen natural y tecnogénico)

Clorofila a a B
(Procesos de complejación de origen natural y tecnogénico)

Clorofila

El concepto de clorofila proviene de las palabras griegas (x ^ sorbs; - verde y (poAXov- hoja). Este es un pigmento verde de las plantas, con la ayuda del cual se produce la absorción de la luz solar y el proceso de fotosíntesis. Timiryazev fue uno de los primeros investigadores en prestar atención a la clorofila.grupo de complejos ...
(Procesos de complejación de origen natural y tecnogénico)

Biosíntesis de clorofila

En la naturaleza, los centros de biosíntesis (complejos de polienzimas) son responsables de la biosíntesis de la clorofila. El proceso de biosíntesis es claro. En la última etapa de la biosíntesis en las plantas superiores, se produce la transformación del protoclorofilido de color débil bajo la influencia de la luz en clorofila. El proceso lleva varios ...
(Procesos de complejación de origen natural y tecnogénico)

Propiedades fisicoquímicas de la clorofila

Clorofila a tiene un alto peso molecular de 893,52. A una temperatura de 117-120 ° C, los microcristales azul-negros de clorofila se derriten. Clorofila a se disuelve en éter dietílico, etanol, acetona, benceno, cloroformo B piridina. Sus soluciones son de color azul verdoso y altamente fluorescentes ...
(Procesos de complejación de origen natural y tecnogénico)

Objetivo: familiarizarse con el procedimiento para realizar el trabajo; llegar a una conclusión sobre las propiedades químicas de los pigmentos en láminas.

Información teórica. El sistema de pigmentos de cloroplasto está representado por dos tipos de pigmentos: verde - clorofilas a y B y amarillo - carotenoides. El principal pigmento funcional es la clorofila. a, sirve como donante directo de energía para reacciones fotosintéticas, el resto de los pigmentos solo le transfieren la energía absorbida .

Progreso:

Obteniendo una solución alcohólica (extracto) de pigmentos. Los pigmentos del tejido vegetal se extraen con disolventes polares (alcohol etílico, acetona), que destruyen la unión de las clorofilas y xantofilas con las lipoproteínas plástidas y aseguran su extracción. Las hojas secas se colocan en un matraz cónico de 200 ml y se escaldan con agua hirviendo, luego se escurre el agua. Se vierten 100 ml de alcohol etílico en el matraz, se cierra con un corcho con un condensador de reflujo y se coloca en un baño de agua hirviendo para extraer los pigmentos. Después de hervir durante cinco minutos, el contenido del matraz se enfría y se vierte con cuidado en otro matraz. El extracto se utiliza en experimentos posteriores.

Separación de pigmentos según Kraus. El método se basa en la diferente solubilidad de los pigmentos en alcohol y gasolina. Estos disolventes no se mezclan en un recipiente, sino que forman dos fases: gasolina superior, alcohol inferior, por lo que se separan los componentes de la mezcla de pigmentos.

Se vierten 2-3 ml de extracto alcohólico de pigmentos y 3-4 ml de gasolina en un tubo de ensayo. Se agita el contenido del tubo de ensayo, cerrándolo con un tapón o con un abrillantador grande, y se defiende. A medida que la emulsión se estratifica, la capa de gasolina se vuelve verde debido a la mejor solubilidad de la clorofila en ella. El caroteno también se incorpora a la gasolina, pero la clorofila maximiza su color. La xantofila permanece en la capa de alcohol de color amarillo dorado.

Si los pigmentos no se separan, agregue de tres a cuatro gotas de agua y agite nuevamente. Con un exceso de agua, es posible que la capa inferior se enturbie. En este caso, agregue un poco de alcohol etílico y agite el tubo.

Haz un dibujo de la distribución de los pigmentos y saca conclusiones.

Saponificación de clorofila con álcali. Al tratar la clorofila con álcali, es posible provocar la saponificación de los grupos éter, es decir, separación de residuos de alcohol metílico y fitol:

La sal de ácido clorofílico resultante conserva el color verde y las propiedades ópticas de la clorofila, pero se diferencia de ella en una mayor hidrofilia.

Se vierte 1 ml de una solución de NaOH al 20% en un tubo de ensayo con 2-3 ml de una solución alcohólica de pigmentos y se agita. El tubo de ensayo se coloca en un baño de agua hirviendo. Tan pronto como la solución hierve, el tubo se retira y se enfría, luego se agrega un volumen igual de gasolina y unas gotas de agua. El contenido del tubo de ensayo se agita bruscamente y se reserva. El caroteno y la xantofila pasan a la capa de gasolina y la sal sódica del ácido clorofílico pasa a la capa de alcohol. Dibuja el color de las capas, indicando la distribución de los pigmentos.

Obtención de feofitina y sustitución inversa de hidrógeno por un átomo metálico. El átomo de magnesio se retiene relativamente débilmente en el núcleo de porfirina de la clorofila y, bajo la acción cuidadosa de ácidos fuertes, se reemplaza fácilmente por dos protones con la formación de feofitina marrón:

Si las sales de cobre, zinc o mercurio actúan sobre la feofitina, en lugar de dos protones, el metal correspondiente entra en el núcleo y los productos de reacción se vuelven verdes. Sin embargo, el color resultante es algo diferente al de la clorofila:

En consecuencia, el color de las clorofilas se debe al enlace organometálico de sus moléculas. La introducción inversa de magnesio en feofitina es muy difícil. En dos tubos de ensayo, tome 2-3 ml de extracto alcohólico de pigmentos y agregue uno a la vez: dos gotas de solución de ácido clorhídrico al 10%. Cuando se agita, el color verde de la clorofila se vuelve marrón, característico de la feofitina. Se deja un tubo de ensayo con feositina para el control, se introducen algunos cristales de acetato de cobre en el segundo y se calienta la solución en un baño de agua hasta ebullición. A medida que se calienta, el color marrón de la solución cambia a verde como resultado de la formación de un derivado de cobre similar a la clorofila.

Dibuja el color de la feofitina y la clorofila derivada del cobre.

Equipo: Hojas secas o crudas, alcohol etílico, gasolina. , Solución de NaOH al 20%, solución de ácido clorhídrico al 10% en un gotero, acetato de cobre. Matraces cónicos de reflujo, baños de agua, gradillas para tubos de ensayo, pipetas de 1 ml, conos cónicos, lápices de colores.

Literatura: 1, pág. 63-66

Preguntas de control:

1 ¿Cuál es el papel de la clorofila en el proceso de fotosíntesis?

2 ¿Cuál es el papel de los carotenoides en el proceso de fotosíntesis?

3 ¿Cuál es el mecanismo para convertir la energía luminosa en energía química?